WO2004013176A1 - Verfahren zur reinigung von preproinsulin - Google Patents

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WO2004013176A1
WO2004013176A1 PCT/EP2003/007820 EP0307820W WO2004013176A1 WO 2004013176 A1 WO2004013176 A1 WO 2004013176A1 EP 0307820 W EP0307820 W EP 0307820W WO 2004013176 A1 WO2004013176 A1 WO 2004013176A1
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Horst Thurow
Hans Blumenstock
Chantalle Havenith
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Aventis Pharma Deutschland Gmbh
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/435—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from animals; from humans
    • C07K14/575—Hormones
    • C07K14/62—Insulins

Definitions

  • Type 1 diabetes mellitus which is characterized by inadequate production of the hormone insulin by the body.
  • the substitution of the missing endocrine insulin secretion by the application of insulin preparations is the only possible form of therapy.
  • Insulin preparations are pharmaceutical preparations that contain the hormone insulin as an active ingredient. Not only naturally occurring insulins are used, but also insulin analogues and insulin derivatives.
  • the human insulin produced in the human pancreas is a polypeptide consisting of 51 amino acid residues, which are distributed over 2 peptide chains: the A chain with 21 amino acid residues and the B chain with 30 amino acid residues.
  • the sequence of the amino acid residues in both peptide chains is genetically determined and known. Both chains are linked by two disulfide bridges. In addition, there is an intrachainar disulfide bridge in the A chain.
  • Insulin analogs differ from human insulin by substituting at least one amino acid residue and / or adding or removing at least one amino acid residue. Insulin analogs can either occur naturally in species other than human, or they can be made artificially. Insulin derivatives contain chemically modified amino acid residues, e.g. contain additional ester or amido groups, but otherwise show the human or an analogous amino acid sequence.
  • insulin analogues or insulin derivatives show a modified kinetic effect compared to the unmodified human insulin.
  • human insulin and the insulin analogues or insulin derivatives have been produced by recombinant DNA technology.
  • a corresponding precursor of formula 1 preproinsulin (PPI) is produced, are produced human insulin or the insulin analogues from the by enzymatic cleavage '.
  • PPI preproinsulin
  • a genetic engineering process for the production of human insulin consists of the following process steps:
  • the amino acid sequence (the A and B chain) is already specified in the corresponding areas of the preproinsulin.
  • Proteases such as the enzyme trypsin and, if necessary, the enzyme carboxypeptidase B are used for the enzymatic cleavage of the various preproinsulins.
  • Preproinsulin is a protein of formula 1, X
  • R 1 a) a hydrogen atom, b) a genetically encodable amino acid residue or c) a peptide with 2 to 15 amino acid residues, R 2 is a genetically encodable amino acid residue and
  • residues A1 - A20 correspond to the amino acid sequence of the A chain of human insulin or an insulin analogue and residues B1 - B30 correspond to the amino acid sequence of the B chain of human insulin or an insulin analogue.
  • the preproinsulin is preferably a protein of formula 1 in which
  • X is a peptide with 35 amino acid residues with the sequence of the C chain of human insulin or monkey insulin, or a peptide with 29 amino acids with the sequence: Arg-Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-GIy- Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg (SEQ ⁇ Ü NO: 1)
  • R 1 is a peptide with 2 to 15 amino acid residues, at the carboxyl end of which
  • R 2 represents the amino acid residue Asn or Gly, ⁇ . and residues A1 - A20 correspond to the amino acid sequence of the A chain of human insulin and residues B1 - B30 correspond to the amino acid sequence of the B chain of human insulin or an insulin analogue in which Lys instead of Asn in the B3 position and in the B29 position Glu instead of Lys.
  • preproinsulin is produced in this process stage in a concentration of approx. 0.5 to 1 g / L and in addition approx.
  • the polymeric preproinsulins are among the higher molecular weight fractions. It has surprisingly been found in the context of this invention that the polymeric forms of the preproinsulins negatively influence the stability of the insulins in the subsequent process stages by inducing the denaturation of the native insulins. It is known that during the denaturation reaction chain, in a first reversible step, the dissolved monomeric insulin molecules form linear aggregates in which the repeating units are held together by physical adhesive forces. In an irreversible subsequent reaction, stable, insoluble aggregate bundles (fibrils) arise from the dissolved aggregates, which in turn induce the denaturation of native insulins in an autocatalytic process.
  • insoluble insulin fibrils are not only biologically inactive, but can also lead to the clogging of injection needles when the pharmaceutical insulin preparations are applied. In addition, they are also held responsible for immunological intolerance reactions that can occasionally occur during therapy with insulin preparations (J.Brange et al, J. Pharm. Sc. 1997, 86, 517-525; RE Ratner et al., Diabetes, 39, 728-733, 1990).
  • the preproinsulin is converted into human insulin using the enzymes trypsin and carboxypeptidase B (see Kemmler, W., Peterson, JD, and Steiner, DF, J. Biol. Chem., 246 (1971) 6786 -6791).
  • the connection peptide between the A and B chain (X in Formula 1) and the pret part at the amino end of the B chain (R 1 in Formula 1) are split off.
  • trypsin not only are those peptide bonds cleaved whose cleavage leads to human insulin, but in a competing reaction also other peptide bonds whose cleavage leads to several undesirable by-products.
  • a cation exchange resin With a cation exchange resin, the higher molecular fractions were separated down to approx. 1%, but the binding capacity of the resin for the preproinsulin proved to be unsatisfactory.
  • the present invention therefore relates to a method for effectively separating the High molecular weight substances from an aqueous solution of the preproinsulin with simultaneous high concentration of the monomeric preproinsulin.
  • a dilute aqueous solution of a preproinsulin as it arises during the production process of insulin, is at pH 7.0 to 9.0, preferably at pH 7.5 to 8.5 and a conductivity of 5 to 7 mS / cm over a Guard column pumped with an anion exchange resin, e.g. Source 30 Q, is filled.
  • the monomeric preproinsulin is not bound to the resin, but runs through the column with the permeate.
  • the majority of the higher molecular substances, including the polymeric preproinsulin is adsorbed on the resin and thus separated from the preproinsulin.
  • the permeate of this precolumn which contains valuable substances, is adjusted to pH 3.0 to 5.5, preferably to pH 4.0 to 5.0, in hydrochloric acid and then pumped directly onto a second column which is coated with a cation exchange resin, e.g. Source 30 S, is filled.
  • the preproinsulin is adsorbed onto this resin and impurities are flushed out of the column with the permeate.
  • the preproinsulin is desorbed with the aid of an elution buffer which contains sodium chloride with a linearly increasing concentration of 1 to 20 g / L, preferably 2.5 to 15.0 g / L.
  • the purified preproinsulin is collected in a main fraction, whereas other impurities are separated in a pre and post fraction.
  • concentration factor F 20-25.
  • the higher molecular weight substances were separated apart from ⁇ 0.1%.
  • the preproinsulin purified in this way can be isolated from the solution by crystallization or the solution • can be fed directly to the process step of the enzymatic cleavage.
  • the invention thus relates to a process for the chromatographic purification of preproinsulin of the formula 1, (B1) (B7) (B19) (B30)
  • R 1 a a hydrogen atom, b) a genetically encodable amino acid residue or c) a peptide with 2 to 15 amino acid residues,
  • R is a genetically encodable amino acid residue and and residues A1 - A20 correspond to the amino acid sequence of the A chain of human insulin or an insulin analogue and residues B1 - B30 correspond to the amino acid sequence of the B chain of human insulin or an insulin analogue;
  • preproinsulin can have the following amino acid sequence:
  • Another object of the invention is a method as described above for the separation of foreign substances from the solutions of preproinsulins which induce the denaturation of insulin.
  • Another object of the invention is a method as described above, characterized in that the second chromatography is carried out at a pH of 3.0 to 5.5.
  • Another object of the invention is a method as described above, characterized in that the second chromatography is carried out at a pressure of 1 to 30 bar.
  • Another object of the invention is a method for producing insulin by expression of unfolded preproinsulin, comprising the steps: a) fermentation of genetically modified microorganisms which express unfolded preproinsulin b) harvesting of the microorganisms and cell disruption c) isolation of the inclusion bodies with undissolved, unfolded preproinsulin d) Dissolving the preproinsulin with correct folding of the peptide chain and simultaneously closing the disulfide bridges to preproinsulin and then going through a process for the chromatographic purification of preproinsulin of the formula 1 as described above. e) Enzymatic cleavage of preproinsulin to human insulin f) Cleaning human insulin g) Crystallization of human insulin and drying
  • inclusion bodies were formed in the E. coli cells which contained the fusion protein with the amino acid sequence of the preproinsulin.
  • the cells were isolated by centrifugation and disrupted by the usual high-pressure homogenization (process stage b).
  • the insoluble inclusion bodies released in the process were isolated by centrifugation and washed on the centrifuge with water (process stage c).
  • the fusion protein inclusion bodies were in an 8 M
  • Guanidine hydrochloride solution dissolved at pH 10.8. After dilution with water and addition of cysteine hydrochloride, the fusion protein was folded at pH 10.8 and 4.degree. C. to close the 3 disulfide bridges to the preproinsulin of the formula 1. The solution was then adjusted to pH 5 with 10% hydrochloric acid and foreign proteins were precipitated, which were separated off by centrifugation.
  • Centrifuge supernatant contained 0.6 to 0.8 g / L of monomeric preproinsulin.
  • the purity of the preproinsulin was determined by the HPLC-RP analysis to be about 65 area%.
  • the HPLC-GPC analysis determined a proportion of approx. 45 area% higher molecular impurities.
  • the quotient was formed from the peak area of the preproinsulin in the analysis sample and the corresponding peak area of a standard substance. For the determination of the degree of purity, the quotient was formed from the peak area of the preproinsulin and the sum of the peak areas of all elutable substances in the analysis sample.
  • the quotient was formed from the peak areas of all higher molecular weight substances that eluted before the monomeric preproinsulin and the sum of the peak areas of all elutable substances.
  • the retention time for the monomeric preproinsulin was determined using a standard substance.
  • This preproinsulin corresponds to Formula 1, where is
  • R1 a peptide chain with 10 amino acid residues with the sequence:
  • Human insulin B1-B30 peptide chain with the sequence of the B chain from human insulin An apparatus was used to purify the preproinsulin solution, which mainly consisted of two chromatography columns arranged in series and a stirring vessel arranged between them. The pH of the solution between the two columns was changed inline in the stirred vessel.
  • the solutions used had the following composition: Feed solution for column 1: starting solution 8.0 L (centrifuge supernatant) sodium chloride solution 25% 100 ml ml / L (w / w) 12.5 sodium hydroxide solution 10% (w / w) approx. 4.5 ml ml / L
  • the permeate fraction of the first column was in the intermediate vessel (nominal volume: 4 L, equipped with a stirrer, pH probe, and inlet tube) is set in line with 90% lactic acid to pH 3.5 and then pumped directly to the second chromatography column 15th
  • the chromatography on the cation exchanger was operated in the adsorption mode, i.e.
  • the valuable substance preproinsulin was adsorbed onto the gel during the product application and (after the feed solution had been displaced) was desorbed again with the elution buffer A / B.
  • a linearly increasing sodium chloride gradient was used in the elution buffer.
  • Displacement buffer for column 2 Purified water 1 L lactic acid 90% 8.3 ml moI / L
  • Elution buffer A is identical to the displacement buffer for column 2.
  • This preproinsulin corresponds to Formula 1, where is
  • X is a peptide chain with 35 amino acid residues with the sequence of
  • An apparatus was again used to purify the preproinsulin solution, which mainly consisted of two chromatography columns arranged in series and a stirring vessel arranged between them. The pH of the solution between the two columns was changed inline in the stirred vessel.
  • the apparatus for the second chromatography stage was designed to be pressure-stable.
  • the chromatography on the cation exchanger was operated in the adsorption mode, i.e.
  • the valuable substance preproinsulin was adsorbed onto the gel during the product application and (after the feed solution had been displaced) was desorbed again with the elution buffer A / B.
  • a linear sodium chloride gradient in the elution buffer was used to achieve an optimal cleaning effect.
  • Feed solution for column 2 permeate fraction of column 1 approx. 10.2 L lactic acid 90% 12.2 ml 1, 2 ml / L pH 4.6
  • Elution buffer A is identical to the displacement buffer for column 2.
  • Elution buffer B for column 2 Purified water 1 L lactic acid 90% 8.3 ml mol / L
  • a solution of preproinsulin with the following amino acid sequence is obtained from the correspondingly genetically modified E. coli cells: Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Lys-Gln-His-Leu-Cys-Gly-Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu- Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr-Thr-Pro-Glu-Thr- Arg- Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly- Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu- Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-
  • This preproinsulin corresponds to Formula 1, where is
  • X is a peptide chain with 29 amino acid residues with the sequence: Arg-Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-
  • Human insulin B1-B30 peptide chain with an analogous sequence to the B chain of human insulin i.e. with an exchange of Lys for Val in position B3 and an exchange of Glu for Lys in position B29.
  • the same apparatus used in Example 1 was used to clean the preproinsulin solution.
  • the anion exchange resin Source 30 Q (manufacturer: Pharmacia Biotech; product no .: 17-1275-04) was used for the chromatography on column 1.
  • the anion exchange resin Source 30 Q manufactured by Pharmacia Biotech; product no .: 17-1275-04
  • twice the amount of regeneration solution compared to Examples 1 and 2 was used.
  • Example 2 The change in pH in the intermediate vessel was also carried out as described in Example 1.
  • the second chromatography was carried out this time at a working pressure of 15 bar. All other parameters of the second chromatography were the same as described in Example 2.
  • the denaturation test (Table 1) shows that the higher molecular weight polymeric forms of preproinsulins, such as those formed during the folding reaction, can induce the denaturation of native insulin.
  • the solution was filtered through a membrane filter with a pore size of 0.1 ⁇ m.
  • the various test substances were added to this acidic standard solution in the denaturation test: the washing fraction of column 1, which contained the separated polymeric forms of preproinsulins in a concentration of 5 g / L, or the main fraction of column 2, which contained the purified preproinsulin in a concentration of 15 or 17 g / L contained.
  • the addition of 10 ml of 0.1% aqueous solution of Poloxamer 171 served as further proof that the observed phenomena were caused by the denaturation of insulin. It is known that Poloxamer 171 can suppress the denaturation of insulin at hydrophobic interfaces (H. Thurow and K. Geisen, Diabetologia (1984) 27, 212-218 and EP 0 018 609).
  • the solutions were then heated to 26 ° C. and adjusted to pH 6.1 with 10% sodium hydroxide solution while stirring, the insulin precipitating amorphously.
  • the amorphous suspension was stirred at 26 ° C for 50 hours. After this time, insulin crystals were formed in all batches.
  • each batch was divided into two roughly equal parts. The first part was placed in a 250 ml measuring cylinder to investigate the sedimentation behavior, the volume of the sediment and the clarity of the supernatant being assessed after standing for 60 minutes at room temperature. The second part was adjusted to pH 3 with 1N hydrochloric acid, the clarity of the resulting solution being assessed after the insulin crystals had dissolved.
  • Example 2 from Example 2 contained 17 g / L preproinsulin

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Abstract

Die Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zur chromatographischen Reinigung von Preproinsulinen bei dem höhermolekulare Substanzen aus einer wässrigen Lösung des Preproinsulins durch eine erste Chromatographie an einem Anionenaustauscher im Durchflussmodus und eine anschliessende zweite Chromatographie an einem Kationenaustauscher im Adsorptionsmodus abgetrennt werden, sowie auf ein Verfahren zur Herstellung von Insulinen, welches das Verfahren zur Herstellung von Preproinsulinen miteinschliesst.

Description

Beschreibung
Verfahren zur Reinigung von Preproinsulin
Weltweit leiden etwa 12 Mio. Menschen an dem Typ 1 des Diabetes mellitus, der durch eine unzureichende körpereigene Produktion des Hormons Insulin gekennzeichnet ist. Für diesen Typus des Diabetes mellitus stellt die Substitution der fehlenden endokrinen Insulinsekretion durch Applikation von Insulinpräparaten die einzig mögliche Therapieform dar.
Insulinpräparate sind pharmazeutische Zubereitungen, die als Wirkstoff das Hormon Insulin enthalten. Dabei werden nicht nur natürlich vorkommende Insuline verwendet, sondern auch Insulinanaloga und Insulinderivate.
Das in der menschlichen Bauchspeicheldrüse produzierte Humaninsulin ist ein Polypeptid bestehend aus 51 Aminosäureresten, die sich auf 2 Peptidketten verteilen: die A-Kette mit 21 Aminosäureresten und die B-Kette mit 30 Aminosäureresten. In beiden Peptidketten ist die Sequenz der Aminosäurereste genetisch determiniert und bekannt. Beide Ketten sind durch zwei Disulfidbrücken miteinander verbunden. Daneben befindet sich in der A-Kette noch eine intrachainare Disulfidbrücke.
Insulinanaloga unterscheiden sich vom Humaninsulin durch Substitution wenigstens eines Aminosäurerestes und/oder Addition oder Entfernen wenigstens eines Aminosäurerestes. Insulinanaloga können entweder in anderen Spezies als dem Menschen natürlich vorkommen oder sie können künstlich hergestellt worden sein. Insulinderivate enthalten chemisch modifizierte Aminosäurereste, die z.B. zusätzliche Ester- oder Amidogrupppen enthalten, ansonsten aber die humane oder eine analoge Aminosäuresequenz zeigen.
In der Regel zeigen Insulinanaloga bzw. Insulinderivate gegenüber dem unmodifizierten Humaninsulin eine veränderte Wirkungskinetik. Seit einigen Jahren werden das Humaninsulin und die Insulinanaloga bzw. Insulinderivate durch die rekombinante DNA Technologie hergestellt. In industriellen Verfahren wird zum Beispiel zuerst ein entsprechender precursor der Formel 1 , das Preproinsulin (PPI) hergestellt, aus dem durch enzymatische Spaltung das Humaninsulin oder die Insulinanaloga hergestellt' werden. Zum Beispiel besteht ein gentechnologisches Verfahren zur Herstellung von Humaninsulin aus folgenden Verfahrensschritten:
a) Fermentation der gentechnisch veränderten Mikroorganismen b) Ernten der Mikrooganismen und Zellaufschluß c) Isolierung der Einschlußkörper mit dem ungelösten Fusionsprotein d) Auflösen des Fusionproteins mit korrekter Faltung der Peptidkette und mit gleichzeitiger Schließung der Disulfidbrücken zum Preproinsulin e) Enzymatische Spaltung des Preproinsulins zum Hümaninsulin f) Reinigung des Humaninsulins g) Kristallisation des Humaninsulins und Trocknung des Abgabeprodukts
Bei der Herstellung eines Insulinanalogons ist die Aminosäuresequenz (der A- und B- Kette) in den entsprechenden Bereichen des Preproinsulins bereits vorgegeben. Für die enzymatische Spaltung der verschiedenen Preproinsuline werden Proteasen, wie zum Beispiel das Enzym Trypsin und falls notwendig zusätzlich das Enzym Carboxypeptidase B verwendet.
Das Preproinsulin ist ein Protein der Formel 1 , X
(A7) (A20)
Gly- Cys - Cys -Cys - - Cys - R2 - OH (A1) (A6) (A11 )
R1 - HN - Phe- Cys- -Cys- -Thr (B1) (B7) (B19) (B30)
R1-B1-B30-X-A1-A20-R2 (D
in der
X a) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder b) ein Peptid mit 2 bis 35 Aminosäüreresten, wobei am Anfang und am Ende des Peptids jeweils ein basischer Aminosäurerest, insbesondere Arg steht, und für den Fall, dass das Peptid aus mehr als 3 Aminosäureresten besteht, am Anfang und Ende des Peptids jeweils zwei basische Aminosäurereste, insbesondere Arg und/oder Lys stehen,
R1 a) ein Wasserstoffatom, b) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder c) ein Peptid mit 2 bis 15 Aminosäureresten, R2 ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest ist und
und die Reste A1 - A20 der Aminosäuresequenz der A-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen und die Reste B1 - B30 der Aminosäuresequenz der B-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen.
Das Preproinsulin ist bevorzugt ein Protein der Formel 1 , in der
X ein Peptid mit 35 Aminosäureresten mit der Sequenz der C-Kette von Humaninsulin oder Affeninsulin, oder ein Peptid mit 29 Aminosäuren mit der Sequenz: Arg-Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-GIy-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu- Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg (SEQ \Ü NO: 1)
R1 ein Peptid mit 2 bis 15 Aminosäureresten, an dessen Carboxylende der
Aminosäurerest Arg steht,
R2 der Aminosäurerest Asn oder Gly steht, ■ . und die Reste A1 - A20 der Aminosäuresequenz der A-Kette von Humaninsulin entsprechen und die Reste B1 - B30 der Aminosäuresequenz der B-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen, bei dem in der B3-Position Lys anstatt Asn und in der B29-Position Glu anstatt Lys stehen.
In der Prozessstufe - Auflösen des Fusionsproteins mit korrekter Faltung der Peptidkette und mit gleichzeitiger Schließung der Disulfidbrücken zum Preproinsulin - entstehen neben dem erwünschten monomeren Preproinsulin in einer Konkurrenzreaktion auch polymere Formen des Preproinsulins. Diese polymeren Preproinsuline lassen sich aufgrund ihres höheren Molekulargewichtes durch die HPLC-G PC-Analyse oder durch die Methode der dynamischen Lichtstreuung nachweisen. Um diese unerwünschte Konkurrenzreaktion zurückzudrängen muss die Anfangskonzentration des. Fusionsproteins möglichst gering sein (De Bemadez et al., Meth. Enzym: 309:217, 1999). In der Praxis entsteht in dieser Prozessstufe das Preproinsulin in einer Konzentration von ca. 0,5 bis 1 g/L und zusätzlich findet man ca. 40 % höhermolekulare Anteile. Unter den höhermolekularen Anteilen befinden sich die polymeren Preproinsuline. Es wurde im Rahmen dieser Erfindung überraschenderweise gefunden, dass die polymeren Formen der Preproinsuline die Stabilität der Insuline auf den nachfolgenden Prozessstufen negativ beeinflussen, indem sie die Denaturierung der nativen Insuline induzieren. Es ist bekannt, dass während der Reaktionskette der Denaturierung in einem ersten reversiblen Schritt aus den gelösten monomeren Insulinmolekülen lineare Aggregate entstehen, in denen die Wiederholungseinheiten durch physikalische Adhäsionskräfte zusammengehalten werden. In einer irreversiblen Folgereaktion entstehen aus den gelösten Aggregaten stabile unlösliche Aggregatbündel (Fibrillen), die ihrerseits in einem autokatalytischen Prozess die Denaturierung nativer Insuline induzieren. Diese unlöslichen Insulinfibrillen sind nicht nur biologisch inaktiv, sondern sie können auch zum Verstopfen von Injektionskanülen bei der Applikation der pharmazeutischen Insulinpräparate führen. Daneben werden sie auch für immunologische Unverträglichkeitsreaktionen verantwortlich gemacht, die gelegentlich während der Therapie mit Insulinpräparaten auftreten können (J.Brange et al, J. Pharm. Sc. 1997, 86, 517-525; R.E. Ratner et al., Diabetes, 39, 728-733, 1990).
In der weiteren Folge des Insulin-Herstellungsprozesses wird das Preproinsulin mit Hilfe der Enzyme Trypsin und Carboxypeptidase B in Humaninsulin umgewandelt (siehe Kemmler, W., Peterson, J.D., and Steiner, D.F., J. Biol. Chem., 246 (1971 ) 6786-6791 ). Dabei werden das Verbindungspeptid zwischen der A- und B-Kette (X in der Formel 1 ) und der Preteil am Aminoende der B-Kette (R1 in der Formel 1) abgespalten. Bei der enzymatischen Reaktion mit Trypsin werden nicht nur diejenigen Peptidbindungen gespalten, deren Spaltung zum Humaninsulin führt, sondern in einer konkurrierenden Reaktion auch andere Peptidbindungen, deren Spaltung zu mehreren unerwünschten Nebenprodukten führt. Besonders unerwünscht ist die Bildung von des-Thr-lnsulin durch zusätzliche Spaltung zwischen den Aminosäureresten B29 und B30 in Formel 1 (siehe EP 0 264 250 B1 ). Die Abtrennung dieses Nebenproduktes in den nachfolgenden Reinigungsstufen führt zu großen Produktverlusten. Um diese unerwünschte Nebenreaktion zurückzudrängen* muss die Anfangskonzentration an Preproinsulin möglichst hoch sein, d.h. im Bereich von 8 - 25 g/L, entsprechend 1 - 3 mM (siehe EP 0 264 250 B1 ). Diese Forderung steht im Gegensatz zu der im vorvorgehenden Absatz erwähnten Forderung.
Aus dem oben gesagten geht hervor, daß es von Vorteil ist, zwischen der Herstellung des Preproinsulins und der Spaltung des Preproinsulins zum Insulin einen zusätzlichen Prozessschritt einzuführen, der die polymeren Preproinsuline möglichst vollständig entfernt.und gleichzeitig, dia Konzentration des monomeren Preproinsulins möglichst stark erhöht. Dass bei diesem Prozessschritt eine möglichst hohe Stufenausbeute gewährleistet sein muss, ist eine zusätzliche Bedingung.
Es wurde deshalb vorgeschlagen (EP 0 600 372 B1 ), das Preproinsulin an ein hydrophobes Adsorberharz zu konzentrieren. Der Antragsteller konnte mit eigenen Versuchen zeigen, dass dabei zwar ein hoher Konzentrierungsfaktor von F = 10 - 15 erreicht werden kann, aber praktisch keine Abtrennung der polymeren Preproinsuline erfolgt. Ein weiterer Vorschlag (D.F. Steiner et al., Diabetes, 17 (1968), 725-736) erwähnt die chromatographische Reinigung des Preproinsulins mit Hilfe eines lonenaustauscherharzes. In eigenen Versuchen konnte mit einem
Anionenaustauscherharz nur ein Konzentrierungsfaktor von F = 5 und eine Abtrennung der höhermolekularen Anteile bis auf ca. 5 % erreicht werden. Mit einem Kationenaustauscherharz wurden zwar die höhermolekularen Anteile bis auf ca. 1 % abgetrennt, aber die Bindungskapazität des Harzes für das Preproinsulin erwies sich als unbefriedigend.
Es wurde nun überraschend gefunden, dass die Kombination von einer Chromatographie an einem Anionenaustauscherharz im Durchflußmodus mit einer direkt anschließenden Chromatographie an einem Kationenaustauscherharz im Adsorptionsmodus deutlich bessere Resultate lieferte. Die vorliegende Erfindung bezieht sich deshalb auf ein Verfahren zur effektiven Abtrennung der höhermolekularen Substanzen aus einer wässrigen Lösung des Preproinsulins bei gleichzeitiger hoher Konzentrierung des monomeren Preproinsulins.
Erfindungsgemäß wird eine verdünnte wässrige Lösung eines Preproinsulins, wie sie während des Herstellungsprozesses von Insulin entsteht, bei pH 7,0 bis 9,0 , vorzugsweise bei pH 7,5 bis 8,5 und einer Leitfähigkeit von 5 bis 7 mS/cm über eine Vorsäule gepumpt, die mit einem Anionenaustauscherharz, z.B. Source 30 Q, gefüllt ist. Dabei wird das monomere Preproinsulin nicht an das Harz gebunden, sondern läuft mit dem Permeat durch die Säule. Im Gegensatz dazu wird der größte Teil der höhermolekularen Substanzen, inklusive der polymeren Preproinsuline, an das Harz adsorbiert und damit vom Preproinsulin abgetrennt. Das Wertstoff-haltige Permeat dieser Vorsäule wird in iine mit Salzsäure auf pH 3,0 bis 5,5 , vorzugsweise auf pH 4,0 bis 5,0 eingestellt und anschließend direkt auf eine zweite Säule gepumpt, die mit einem Kationenaustauscherharz, z.B. Source 30 S, gefüllt ist. An dieses Harz wird das Preproinsulin adsorbiert und Verunreinigungen werden mit dem Permeat aus der Säule gespült. Mit Hilfe eines Elutionspuffers, der Natriumchlorid mit einer linear ansteigenden Konzentration von 1 bis 20 g/L, vorzugsweise 2,5 bis 15,0 g/L enthält, wird das Preproinsulin desorbiert. Das gereinigte Preproinsulin wird in einer Hauptfraktion aufgefangen, wogegen weitere Verunreinigungen in einer Vor- und Nachfraktion abgetrennt werden. In der Hauptfraktion, die > 90 % der Ausgangsmenge an Preproinsulin enthielt, wurde eine Konzentration von 15 bis 20 g/L gemessen (Konzentrierungsfaktor F = 20 - 25). Die höhermolekularen Substanzen wurden bis auf einen Anteil von < 0,1 % abgetrennt. Das auf diese Weise gereinigte Preproinsulin kann durch Kristallisation aus der Lösung zwischenisoliert werden oder die Lösung • kann direkt der Prozessstufe der enzymatischen Spaltung zugeführt werden.
Gegenstand der Erfindung ist somit ein Verfahren zur chromatographischen Reinigung von Preproinsulin der Formel 1 ,
Figure imgf000009_0001
(B1 ) (B7) (B19) (B30)
R1-B1-B30-X-A1-A20-R2 (1 )
in der
X a) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder b) ein Peptid mit 2 bis 35 Aminosäureresten, wobei am Anfang und am Ende des Peptids jeweils ein basischer Aminosäurerest, insbesondere Arg steht, und für den Fall, dass das Peptid aus mehr als 3 Aminosäureresten besteht, am Anfang und Ende des Peptids jeweils zwei basische Aminosäurereste, insbesondere Arg und/oder Lys stehen,
R1 a) ein Wasserstoffatom, b) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder c) ein Peptid mit 2 bis 15 Aminosäureresten,
R ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest ist und und die Reste A1 - A20 der Aminosäuresequenz der A-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen und die Reste B1 - B30 der Aminosäuresequenz der B-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen;
bei dem höhermolekulare Substanzen aus einer wäßrigen Lösung des Preproinsulins durch eine erste Chromatographie an einem Anionenaustauscher im Durchflussmodus und eine anschließende zweite Chromatographie an einem Kationenaustauscher im Adsorptionsmodus abgetrennt werden;
wobei das Preproinsulin folgende Aminosäuresequenz haben kann:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly- Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Lys-Thr-Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu-
Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Glπ-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu- Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu- Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn; (SEQ ID NO: 2)
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly-
Ser-His-Leu-Val-Glu-Aia-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Lys-Thr-Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu- Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu- Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr*-Gln-Leu- Glu-Asn-Tyr-Cys-Gly; (SEQ ID NO: 3)
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Lys-Gln-His-Leu-Cys-Gly- Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Glu-Thr-Arg- Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala- Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-
Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-lle-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn (SEQ ID NO: 4). Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren wie oben beschrieben zur Abtrennung von Fremdsubstanzen aus den Lösungen von Preproinsulinen, welche die Denaturierung von Insulin induzieren.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren wie oben beschrieben, dadurch gekennzeichnet, dass die zweite Chromatographie bei einem pH-Wert von 3,0 bis 5,5 durchgeführt wird.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren wie oben beschrieben, dadurch gekennzeichnet, dass die zweite Chromatographie bei einem Druck von 1 bis 30 bar durchgeführt wird.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von Insulin durch Expression ungefalteten Preproinsulins, umfassend die Schritte: a) Fermentation von gentechnisch veränderten Mikroorganismen, welche ungefaltetes Preproinsulin exprimieren b) Ernten der Mikrooganismen und Zellaufschluß c) Isolierung der Einschlußkörper mit ungelöstem, ungefalteten Preproinsulin d) Auflösen des Preproinsulins mit korrekter Faltung der Peptidkette und mit gleichzeitiger.Schließung der Disulfidbrücken zum Preproinsulin und anschließendem Durchlaufen eines Verfahren zur chromatographischen Reinigung von Preproinsulin der Formel 1 wie oben beschrieben e) Enzymatische Spaltung des Preproinsulins zum Humaninsulin f) Reinigung des Humaninsulins g) Kristallisation des Humaninsulins und Trocknung
Im folgenden wird die Erfindung anhand der Beispiele näher erläutert, ohne sich darauf zu beschränken. Beispiele:
Für die in den nachfolgenden Beispielen 1 bis 3 beschriebene Reinigung verschiedener Preproinsuline der Formel 1 wurde die Ausgangslösung in bekannter Weise (EP 0 489 780 und EP 0 600 372) entsprechend den oben erwähnten Prozessstufen a, b, c und d wie folgt hergestellt:
Während der Fermentation der Mikroorganismen (Prozessstufe a) wurden in den E.- Coli-Zellen Einschlußkörper gebildet, die das Fusionsprotein mit der Aminosäuresequenz des Preproinsulins enthielten. Nach Beendigung der
Fermentation wurden die Zellen durch Zentrifugation isoliert und durch die übliche Hochdruckhomogenisation aufgeschlossen (Prozessstufe b). Die dabei freigesetzten unlöslichen Einschlußkörper wurden durch Zentrifugation isoliert und auf der Zentrifuge mit Wasser gewaschen (Prozessstufe c). In der nachfolgenden Prozessstufe d wurden die Fusionsprotein-Einschlusskörper in einer 8 M
Guanidinhydrochlorid-Lösung bei pH 10,8 gelöst. Nach Verdünnen mit Wasser und Zugabe von Cysteinhydrochlorid wurde das Fusionsprotein bei pH 10,8 und 4 °C unter Schließung der 3 Disulfidbrücken zu dem Preproinsulin der Formel 1 gefaltet. Anschließend wurde die Lösung mit 10 %iger Salzsäure auf pH 5 eingestellt und dabei Fremdproteine ausgefällt, die durch Zentrifugation abgetrennt wurden. Der
Zentrifugenüberstand enthielt 0,6 bis 0,8 g/L monomeres Preproinsulin. Die Reinheit des Preproinsulins wurde mit der HPLC-RP-Analyse zu ca. 65 Flächen-% bestimmt. Mit der HPLC-GPC-Analyse wurde ein Anteil von ca. 45 Flächen-% höhermolekulare Verunreinigungen ermittelt. HPLC-RP-Analyse
Säule: LiChroCART 250-4 der Fa. Merck (Superspher 100-RP18e)
Instrument: Waters 2690
Software: Waters Millenium Gradient: A: 25 Vol-% Acetonitril, 0,3 M NaCI in 0,05 M Phosphatpuffer pH 2,5 B: 65 Vol-% Acetonitril, 0,05 M NaCI in 0,05 M Phosphatpuffer pH
* 2.5
Der Gradient ist gekennzeichnet durch die folgenden Mengen von
Puffer B nach den entsprechenden Laufzeiten: 0 Min. 4,0 % ; 20 Min. 17,0 % ; 30 Min. 37,0 % ; 40 Min. 4,0 %
Temperatur: 35 °C
Aufgabevolumen: 10 μl
Gesamtlaufzeit: 55 Min.
Flußrate: 1 ,0 ml/Min. Detektion: 214 nm (Waters 2487)
Zur Ermittlung des Gehalts an Preproinsulin in der Aufgabelösung wurde der Quotient aus der Peakfläche des Preproinsulins in der Analysenprobe und der entsprechenden Peakfläche einer Standardsubstanz gebildet. Für die Ermittlung des Reinheitsgrades wurde der Quotient aus der Peakfläche des Preproinsulins und der Summe der Peakflächen von allen eluierbaren Substanzen in der Analysenprobe gebildet.
HPLC-GPC-Analyse
Säule: 2 Säulen in Serie, Edelstahl L = 300 mm; ID = 7,8 mm
Instrument: Pumpe: Waters 510 / Autosampier: Wisp 717
Software: Waters Millenium
Stationäre Phase: Shodex Protein KW 802.5 120-7-Diol Trenngrenzen: 2 000 bis 80 000 Dalton
Mobile Phase: 30 Vol-% Acetonitril, 3,5 M Essigsäure, pH 3,0 eingestellt mit
Ammoniakwasser
Gradient: isocratic Temperatur: Raumtemperatur Aufgabevolumen: 100 μl Gesamtlaufzeit: 65 Min. Flußrate: 0,5 ml/Min Detektion: 276 nm (Waters 2487)
Zur Ermittlung des Anteils an höhermolekularen Substanzen wurde der Quotient aus den Peakflächen aller höhermolekularen Substanzen, die zeitlich vor dem monomeren Preproinsulin eluiert wurden, und der Summe der Peakflächen von allen eluierbaren Substanzen gebildet. Die Retentionszeit für das monomere Preproinsulin wurde mit einer Standardsubstanz ermittelt.
Beispiel 1
Aus dem entsprechend gentechnisch modifizierten E.-Coli-Zellen wurde nach Abschluß der oben erwähnten Prozessstufen a, b, c und d eine Lösung des Preproinsulins mit folgender Aminosäuresequenz erhalten:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly-Ser-His- Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr-Thr-Pro-Lys-Thr- Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala- Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln- Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn (SEQ ID NO: 2)
Dieses Preproinsulin entspricht der Formel 1 , dabei ist
X eine Peptidkette mit 35 Aminosäureresten mit der Sequenz des C- Peptids vom Affen
R1 eine Peptidkette mit 10 Aminosäureresten mit der Sequenz:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg (SEQ ID NO: 5) R2 der Aminosäurerest Asn (identisch mit A21 der A-Kette vom
Humaninsulin) A1-A20 Peptidkette mit der Sequenz (nur A1 bis A20) der A-Kette vom
Humaninsulin B1-B30 Peptidkette mit der Sequenz der B-Kette vom Humaninsulin Zur Reinigung der Preproinsulin-Lösung wurde eine Apparatur verwendet, die hauptsächlich aus zwei in Reihe angeordneten Chromatographie-Säulen und einem dazwischen angeordneten Rührgefäß bestand. In dem Rührgefäß wurde inline der pH- Wert der Lösung zwischen den beiden Säulen umgestellt.
In der ersten Chromatograhie-Säule (Hersteller: Pharmacia, Durchmesser: 5 cm) wurde ein Gelbett (Betthöhe: 14 cm, Bettvolumen: 275 ml) mit dem Anionenaustauscherharz DEAE-Sepharose fast flow (Hersteller: Pharmacia Biotech; Prod.-Nr. 17-0709-05) hergestellt. Die Säule wurde von oben nach unten und bei Normaldruck von 1 bar betrieben. Die Flussrate betrug 2000 ml/h. Vor der Säule waren ein Mehrwegeventil, eine Aufgabepumpe (Ismatec MV) und eine Blasenfalle installiert. Über das Mehrwegventil wurden nacheinander folgende Lösungen:
8,1 L Aufgabelösung
2.3 L Verdrängungspuffer
1.4 L Waschpuffer
1 ,4 L Regenerationslösung 2 L Equilibrierpuffer
auf die Säule gepumpt. Nach der Säule war eine UV-Sonde (275 nm mit Messwertregistrierung) und ein weiteres Mehrwegeventil installiert. Über das zweite Mehrwegventil wurden ca. 10,2 L Permeatfraktion in das oben erwähnte Rührgefäß und anschließend ca. 1 L Waschfraktion in ein Sammelgefäß geleitet. Die übrigen Permeate wurden über das Mehrwegeventil in den Biokanal entsorgt.
Die Chromatographie an dem Anionenaustauscher wurde im Durchflussmodus betrieben, d.h. die Bedingungen (pH 8,3 ; LF = 6,1 mS/cm) wurden so gewählt, dass der Wertstoff Preproinsulin nicht an das Gel gebunden, sondern während der Produktaufgabe mit dem Permeat durch die Säule gespült wurde. Dagegen wurden Verunreinigungen an das Gel adsorbiert und mit dem Waschpuffer und der Regenerierlösung ausgeschleust. ie verwendeten Lösungen hatten folgende Zusammensetzung: Aufgabelösung für Säule 1 : Ausgangslösung 8,0 L (Zentrifugenüberstand) Natriumchlorid-Lösung 25 %ig 100 ml ml/L (w/w) 12,5 Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 4,5 ml ml/L
0,6 pH 8,3
Leitfähigkeit LF 6,1 mS/c . m Temperatur ca. 5 °C
Gereinigtes Wasser . 1 L
Tris-(hydroxymethyl)- 4,0 g/L aminomethan
Natriumchlorid 2,5 g/L
Salzsäure 25 %ig (w/w) ca. 2,5 ml/L . pH 8,0
Leitfähigkeit ca. 5,7 mS/cm
Temperatur Raumtemperatur
Gereinigtes Wasser 1 L
Tris-(hydroxymethyl)- 5,0 g/L aminomethan
Natriumchlorid 15 g/L
Salzsäure 25 %ig (w/w) ca. 3 ml/L pH 8,0 Leitfähigkeit ca. 24 mS/cm Temperatur Raumtemperatur
Regenerationslösung für Säule 1 und 2:
Gereingtes Wasser 0,91 L
Natriumchlorid 40 g 40 g/L
Natronlauge 33 %ig (w/w) 0,09 L moI/L
Equilibrierpuffer für Säule 1: Gereinigtes Wasser 1 L Tris-(hydroxymethyl)- . 5,0 . g/L aminomethan Natriumchlorid 2,0 g/L Salzsäure 25 %ig (w/w) ca. 3 ml/L pH 8,0
Leitfähigkeit ca. 5,1 mS/c m
Temperatur
Raumtemperatur
Im Säulenauslauf wurde die Permeatfraktion, die den Wertstoff Preproinsulin enthielt, und die Waschfraktion, die den größten Teil der höhermolekularen Verunreinigungen enthielt, aufgefangen:
ca. 10,2 L Permeatfraktion
(mit Beginn der Aufgabelösung, ab UV-Wert 20 % aufsteigend bis UV-Wert 35 % absteigend, während der Produkt- Verdrängung)
2. ca. 1 . L Waschfraktion 5 (während der Aufgabe des Waschpuffers, ab UV-Wert 30 % aufsteigend bis UV-Wert 40 % absteigend)
Alle übrigen Permeate wurden in den Biokanal entsorgt.
10 Das im Auslauf der Säule 1 gemessene UV-Diagramm ist in Figure 1 gezeigt.
Die Permeatfraktion der ersten Säule wurde, in dem Zwischengefäß (Nennvolumen: 4 L, mit Rührer, pH-Sonde und Einleitungsrohr) inline mit 90 %iger Milchsäure auf pH 3,5 eingestellt und anschließend direkt auf die zweite Chromatographie-Säule 15 gepumpt.
In der zweiten Chromatographie-Säule (Hersteller: Pharmacia, Durchmesser: 5 cm) wurde ein Gelbett (Betthöhe: 10,5 cm, Bettvolumen: 206 ml) mit dem Kationenaustauscher Source 30 S (Hersteller: Pharmacia Biotech; Prod.-Nr.: 17-1273- 20 04) hergestellt. Die Säule wurde von oben nach unten und bei Normaldruck von 1 bar betrieben. Die Flussrate betrug ebenfalls 2000 ml/h. Vor der Säule war ein Mehrwegeventil, eine Aufgabepumpe und eine Blasenfalle installiert. Über das Mehrwegeventil wurden nacheinander folgende Lösungen:
25 10,2 L Aufgabelösung ( = Permeatfraktion der Säule 1 , auf pH 3,5 eingestellt)
0,5 L Verdrängungspuffer
3,0 L Elutionspuffer A/B (aus gleichen Teilen A und B)
2,3 L Regenerationslösung
30 2 L Equilibrierpuffer auf die Säule gepumpt. Nach der Säule war eine UV-Sonde (275 nm mit Messwertregistrierüng) und ein weiteres Mehrwegeventil installiert. Über das zweite Mehrwegeventil wurden ca. 1 L Hauptfraktion in ein Sammelgefäß geleitet. Die übrigen Permeate wurde über das Mehrwegventil in den Biokanal entsorgt.
Die Chromatographie an dem Kationenaustauscher wurde im Adsorptionsmodus betrieben, d.h. der Wertstoff Preproinsulin wurde während der Produktaufgabe an das Gel adsorbiert und (nach dem Verdrängen der Aufgabelösung) mit dem Elutionspuffer A/B wieder desorbiert. Um einen optimalen Reinigungseffekt zu erzielen, wurde ein linear ansteigender Natriumchlorid-Gradient im Elutionspuffer angewendet.
Die verwendeten Lösungen hatten folgende Zusammensetzung:
Aufgabelösung für Säule 2:
Permeatfraktion der Säule ca. 10,2 L
1
Milchsäure 90 %ig 14,3 ml ml/L
1.4 pH 3,5
Leitfähigkeit ca. 6,3 mS/cm Temperatur ca. 5 °C
Verdrängungspuffer für Säule 2: Gereinigtes Wasser 1 L Milchsäure 90 %ig 8,3 ml moI/L
0,1
Natriumchlorid 2,5 g g/L
2,5
Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 8 8 ml pH 3,5
Leitfähigkeit ca. 8 mS/c m
Temperatur Raumtemperatur
Elutionspuffer A für Säule 2:
Der Elutionspuffer A ist mit dem Verdrängungspuffer für die Säule 2 identisch.
Elutionspuffer B für Säule 2:
Gereinigtes Wasser 1 L
Milchsäure 90 %ig 8,3 ml mol/L
0,1
Natriumchlorid 15,0 g g/L
15,0
Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 7 ml pH 3,5
Leitfähigkeit ca. 25 mS/c m
Temperatur Raumtemperatur
Regenerationslösung für Säule 1 und 2: Gereinigtes Wasser 0,91
Natriumchlorid 40 g 40 g/L
Natronlauge 33 %ig (w/w) 0,09 L 1 mol/L
Equilibrierpuffer für Säule 2: Gereinigtes Wasser 1 L Milchsäure 90 %ig 8,3 g 0,1 mol/L Natriumchlorid 2,9 g/L Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 9 ml pH 3,5
Leitfähigkeit ca. 8,5 mS/cm
Temperatur Raumtemperatur
Im Säulenauslauf wurden die Hauptfraktion, die. den Wertstoff Preproinsulin enthielt, aufgefangen:
ca. 1 ,0 L Hauptfraktion
(während der Elution, ab UV-Wert 65 % aufsteigend bis UV- Wert 76 % absteigend)
Alle übrigen Permeate wurden in den Biokanal verworfen.
Das im Auslauf der Säule 2 gemessene UV-Diagramm ist in Figure 2 gezeigt.
In der gereinigten Lösung (Hauptfraktion der Säule 2) wurden 15 g/L Preproinsulin mit einem Reinheitsgrad von 89 Flächen-% gemessen (HPLC-RP-Analyse). Die Ausbeute betrug 91 % bezogen auf die Menge an Preproinsulin in der Ausgangslösung. Mit der HPLC-GPC-Analyse wurden 0,2 Flächen-% höhermolekulare Anteile bestimmt.
Beispiel 2
Aus dem entsprechend gentechnisch modifizierten E.-Coli-Zellen wird nach Abschluß der oben erwähnten Prozessstufen a, b, c und d eine Lösung des Preproinsulins mit folgender Aminosäuresequenz erhalten:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly-Ser-His- Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr-Thr-Pro-Lys-Thr- Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala- Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln- Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-Glu-Asn-Tyr-Cys-Gly (SEQ ID NO: 3)
Dieses Preproinsulin entspricht der Formel 1 , dabei ist
X eine Peptidkette mit 35 Aminosäureresten mit der Sequenz des
C-Peptids vom Affen R1 eine Peptidkette mit 10 Aminosäureresten mit der Sequenz:
Ala-Thr-Thr-Ser7Thr-Gly-Asn-Ser-Alä-Arg (SEQ ID NO: 5) R2 der Aminosäurerest Gly
A1 -A20 Peptidkette mit der Sequenz (nur A1 bis A20) der A-Kette vom
Humaninsulin
B1-B30 Peptidkette mit der Sequenz der B-Kette vom Humaninsulin
Zur Reinigung der Preproinsulin-Lösung wurde wieder eine Apparatur verwendet, die hauptsächlich aus zwei in Reihe angeordneten Chromatographie-Säulen und einem dazwischen angeordneten Rührgefäß bestand. In dem Rührgefäß wurde inline der pH- Wert der Lösung zwischen den beiden Säulen umgestellt. Die Apparate für die zweite Chromatographie-Stufe waren druckstabil ausgelegt.
Die Chromatographie auf der Säule 1 und die Umstellung des pH-Wertes in dem Zwischengefäß wurde wie im Beispiel 1 beschrieben durchgeführt, so dass die Beschreibung und die Werte hier nicht noch einmal genannt werden.
In der zweiten Chromatographie-Säule (Hersteller: Prochrom, Durchmesser: 5 cm, Material: Edelstahl) wurde ein Gelbett (Betthöhe: 10 cm, Bettvolumen: 196 ml) mit dem Kationenaustauscher Source 30 S (Hersteller: Pharmacia Biotech; Prod.-Nr.: 17-1273- 04) hergestellt. Die Säule wurde von oben nach unten und bei einem Arbeitsdruck von ' 10 bar betrieben. Die Flussrate betrug 3500 ml/h. Vor der Säule war ein Mehrwegeventil, eine Aufgabepumpe (Hersteller: Besta; Typ: HD2-300) installiert. Über das Mehrwegeventil wurden nacheinander folgende Lösungen: 10,2 L Aufgabelösung ( = Permeatfraktion der Säule 1 , auf pH 4,6 eingestellt) 0,5 L Verdrängungspuffer
3,0 L Elutionspuffer A/B (aus gleichen Teilen A und B) 2,3 L Regenerationslösung
2 L Equilibrierpuffer auf die Säule gepumpt. Nach der Säule war eine UV-Sonde (275 nm mit Messwertregistrierung) und ein weiteres Mehrwegeventil installiert. Über das zweite Mehrwegeventil wurde die Hauptfraktion, die das gereinigte Preproinsulin enthielt, in ein Sammelgefäß geleitet. Die übrigen Permeate wurden über das Mehrwegventil in den Biokanal entsorgt.
Die Chromatographie an dem Kationenaustauscher wurde im Adsorptionsmodus betrieben, d.h. der Wertstoff Preproinsulin wurde während der Produktaufgabe an das Gel adsorbiert und (nach dem Verdrängen der Aufgabelösung) mit dem Elutionspuffer A/B wieder desorbiert. Um einen optimalen Reinigungseffekt zu erzielen, wurde ein linearer Natrium.chlorid-Gradient im Elutionspuffer angewendet.
Die verwendeten Lösungen hatten folgende Zusammensetzung:
Aufgabelösung für Säule 2: Permeatfraktion der Säule 1 ca. 10,2 L Milchsäure 90 %ig 12,2 ml 1 ,2 ml/L pH 4,6
Leitfähigkeit ca. 6,7 mS/c m
Temperatur ca. 5 °C
Verdrängungspuffer für Säule 2:
Gereinigtes Wasser 1 L
Milchsäure 90 %ig 8,3 ml mol/L 0,1
Natriumchlorid 2,5 g g/L
2,5
Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 27 ml pH 4,6
Leitfähigkeit ca. 8 mS/cm Temperatur
Raumtemperatur
Elutionspuffer A für Säule 2:
Der Elutionspuffer A ist mit dem Verdrängungspuffer für die Säule 2 identisch.
Elutionspuffer B für Säule 2: Gereinigtes Wasser 1 L Milchsäure 90 %ig 8,3 ml mol/L
0,1
Natriumchlorid 15,0 g g/L
15,0
Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 27 ml pH 4,6
Leitfähigkeit ca. 25 mS/cm Temperatur
Raumtemperatur
Regenerationslösung für Säule 1 und 2:
Gereinigtes Wasser 0,91 L
Natriumchlorid 40 g 40 g/L
Natronlauge 33 %ig (w/w) 0,09 L 1 mol/L Equilibrierpuffer für Säule 2: Gereinigtes Wasser 1 L Milchsäure 90 %ig 8,3 g mol/L
0,1
Natriumchlorid 2,9 g/L Natronlauge 10 %ig (w/w) ca. 26 ml pH 4,6
Leitfähigkeit ca. 8,7 mS/cm Temperatur
Raumtemperatur
Im Säulenauslauf wurden die Hauptfraktion, die den Wertstόff Preproinsulin enthielt, aufgefangen:
ca. 0,9 L Hauptfraktion
(während der Elution, ab UV-Wert 65 % aufsteigend bis UV- Wert 76 % absteigend) Alle übrigen Permeate wurden in den Biokanal verworfen.
In der gereinigten Lösung (Hauptfraktion der Säule 2) wurden 17 g/L Preproinsulin mit einem Reinheitsgrad von 93 Flächen-% gemessen (HPLC-RP-Analyse). Die Ausbeute betrug 92 % bezogen auf die Menge an Preproinsulin in der Ausgangslösung. Mit der HPLC-GPC-Analyse wurden <0,1 Flächen-% höhermolekulare Anteile bestimmt.
Beispiel 3
Aus dem entsprechend gentechnisch modifizierten E.-Coli-Zellen wird nach Abschluß der oben erwähnten Prozessstufen a, b, c und d eine Lösung des Preproinsulins mit folgender Aminosäuresequenz erhalten: Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Lys-Gln-His-Leu-Cys-Gly-Ser-His- Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr-Thr-Pro-Glu-Thr- Arg- Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu- Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys- Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn (SEQ ID NO: 4)
Dieses Preproinsulin entspricht der Formel 1 , dabei ist
X eine Peptidkette mit 29 Aminosäureresten mit der Sequenz: Arg- Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-
Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg (SEQ ID NO: 1 ) R1 eine Peptidkette mit 10 Aminosäureresten mit der Sequenz:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Ärg (SEQ ID NO: 5) R2 der Aminosäurerest Asn (A21 der A-Kette vom Humaninsulin) A1 -A20 Peptidkette mit der Sequenz (nur A1 bis A20) der A-Kette vom
Humaninsulin B1-B30Peptidkette mit einer analogen Sequenz zur B- Kette vom Humaninsulin, d.h. mit einem Austausch von Lys gegen Val in der Position B3 und einem Austausch von Glu gegen Lys in Position B29. Zur Reinigung der Preproinsulin-Lösung wurde die gleiche Apparatur verwendet, die im Beispiel 1 verwendet wurde.
Für die Chromatographie auf der Säule 1 wurde diesmal das Anionenaustauscherharz Source 30 Q (Hersteller: Pharmacia Biotech; Prod.-Nr.: 17-1275-04) verwendet. Zur Regeneration dieses Gels wurde die doppelte Menge an Regenerationslösung im Vergleich zu den Beispielen 1 und 2 gebraucht. Die übrigen Parameter der ersten Chromatographie, wie Zusammensetzung und Volumina der Lösungen, waren die gleichen wie in den Beispielen 1 und 2 beschrieben.
Ebenso wurde die Umstellung des pH-Wertes in dem Zwischengefäß wie im Beispiel 1 beschrieben durchgeführt. Die zweite Chromatographie wurde diesmal bei einem Arbeitsdruck von 15 bar durchgeführt. Alle übrigen Parameter der zweiten Chromatographie waren die gleichen wie im Beispiele 2 beschrieben.
In der gereinigten Lösung (Hauptfraktion der Säule 2) wurden 17 g/L Preproinsulin mit einem Reinheitsgrad von 92,5 Flächen-% gemessen (HPLC-RP-Analyse). Die Ausbeute betrug 91 % bezogen auf die Menge an Preproinsulin in der Ausgangslösung. Mit der HPLC-GPC-Analyse wurden <0,1 Flächen-% höhermolekulare Anteile bestimmt.
Denaturierungstest
Mit dem Denaturierungstest (Tabelle 1) wird gezeigt, dass die höhermolekularen polymeren Formen der Preproinsuline, wie sie während der Faltungsreaktion entstehen, die Denaturierung von nativem Insulin induzieren können.
In dem Denaturierungstest wurde natives Insulin glargin, ein Produkt der Firma Aventis Deutschland GmbH, das nach der enzymatischen Spaltung des im Beispiel 2 beschriebenen Preproinsulins erhalten wird, kristallisiert. Überraschenderweise konnten wir in eigenen Versuchen zeigen, dass unter den Bedingungen der
Kristallisation des Insulin glargin (pH 6,1 und 26 °C), es zu einer Denaturierung des nativen Insulins kommt, wenn dem Kristallisieransatz Substanzen zugesetzt werden, die die Denaturierung von Insulin induzieren können.
Für die Kristallisieransätze wurde eine Standard-Lösung folgender Zusammensetzung hergestellt:
Insulin glargin 5 g/L
Zitronensäure 5,2 mmole/L Zinkchlorid 3 mmole/L
Natriumchlorid 0,5 g/L n-Propanol 7 %(v/v) gereinigtes Wasser ad 500 ml mit 1 N Salzsäure pH 3
Die Lösung wurde durch ein Membranfilter mit 0,1 μm Porenweite filtriert.
In dem Denaturierungstest wurden zu dieser sauren Standardlösung Lösungen die verschiedenen Testsubstanzen zugesetzt: Die Waschfraktion der Säule 1 , die die abgetrennten polymeren Formen der Preproinsuline in einer Konzentration von 5 g/L enthielt oder die Hauptfraktion der Säule 2, die das gereinigte Preproinsulin in einer Konzentration von 15 bzw. 17 g/L enthielt. Als weiterer Beweis, dass die beobachteten Phänomene durch die Denaturierung von Insulin hervorgerufen wurden, diente der Zusatz von 10 ml einer 0,1 %igen wässrigen Stammlösung von Poloxamer 171. Es ist bekannt, dass Poloxamer 171 die Denaturierung von Insulin an hydrophoben Grenzflächen unterdrücken kann (H.Thurow and K.Geisen, Diabetologia (1984) 27, 212-218 and EP 0 018 609).
Anschließend wurden die Lösungen auf 26 °C temperiert und unter Rühren mit 10 %iger Natronlauge auf pH 6,1 eingestellt, wobei das Insulin amorph ausfiel. Die amorphe Suspension wurde bei 26 °C über 50 Stunden gerührt. Nach dieser Zeit waren in allen Ansätzen Insulinkristalle entstanden.
Zur Auswertung der Ansätze wurden Proben unter dem Mikroskop beurteilt, wobei auf das Auftreten von amorphen Partikeln (Schleier) im Hintergrund bzw. zwischen den Insulinkristallen geachtet wurde. Zusätzlich wurde jeder Ansatz in 2 etwa gleichgroße Teile geteilt. Der 1. Teil wurde zur Untersuchung des Sedimentationsverhaltens in ein 250 ml - Messzylinder gegeben, wobei nach 60 Min. Stehen bei Raumtemperatur das Volumen des Sediments und die Klarheit des Überstandes bewertet wurden. Der zweite Teil wurde mit 1 N Salzsäure auf pH 3 eingestellt,, wobei nach Auflösen der Insulinkristalle die Klarheit der entstandenen Lösung bewertet wurde.
Das Ergebnis des Denaturierungstests ist in Tabelle 1 gezeigt. In den Kontrollproben 174 A und 188 A ohne Zusatz der Polymerfraktion war keine Denaturierung beobachtet worden. Im Mikroskop waren Kristalle vor einem klaren Hintergrund zu erkennen. Nach 60 Minuten war die Kristalle sedimentiert, wobei eine kompakten Sediment und ein klarer Überstand entstanden waren. Nach Auflösen der Kristalle bei pH 3 war eine klare Lösung entstanden. Dagegen wurde in den Proben 174 B, 188 B bzw. 174 C, bei denen zum Kristallisieransatz 1 ml bzw. 5 ml Polymerfraktion zugesetzt worden waren, eine deutliche Denaturierung von Insulin glargin beobachtet. Im Mikroskop war zwischen den Kristallen ein amorpher Schleier zu erkennen. Im Sedimentationstest waren voluminöse Sedimente mit einem Sedimentvolumen von 50 bis 90 ml (aus 250 ml Kristallsuspension) entstanden. Nach Wiederauflösen der Kristalle bei pH 3 waren mehr oder weniger trübe amorphe Suspensionen entstanden. In Gegenwart von 20 ppm Poloxamer 171 war bei einem Zusatz von 1 ml
Polymerlösung (188 C) keine Denaturierung beobachtet worden. In den Testansätzen 174 D, 174 E und 174 F, denen gereinigte Preproinsuline (Hauptfraktion der Säule 2 aus den Beispielen 1 , 2 und 3) zugesetzt worden waren, konnte ebenfalls keine Denaturierung von Insulin glargin beobachtet werden.
Ähnliche, hier nicht gezeigte Ergebnisse wurden in einem analogen Denaturierungstest erhalten, bei dem Humaninsulin kristallisiert wurde.
Figure imgf000030_0001
Kristallisieransätze von jeweils 500 ml mit 2500 mg Insulin Glargin (= 5 g/L). * Die Waschfraktion der
Säule 1 aus Beispiel 2 enthielt 5 g/L Protein.
+ + + = Nach ca. 60 Min. ein Sediment von 3 bis 5 ml aus 250 ml Suspension. ** Die Hauptfraktion der Säule
2 aus Beispiel 1 enthielt 15 g/L Preproinsulin = Nach ca. 60 Min. ein Sediment bis zu 90 ml aus 250 ml Suspension. *** Die Hauptfraktion der Säule
2 aus Beispiel 2 enthielt 17 g/L Preproinsulin
**** Die Hauptfraktion der Säule 2 aus Beispiel 3 enthielt 17 g/

Claims

Patentansprüche:
Verfahren zur chromatographischen Reinigung von Preproinsulin der Formel 1 ,
Figure imgf000032_0001
(B1 ) (B7) (B19) (B30)
R1-B1-B30-X-A1-A20-R2 (1 )
in der
X a) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder b) ein Peptid mit 2 bis 35 Aminosäureresten, wobei am Anfang und am Ende des Peptids jeweils ein basischer Aminosäurerest, insbesondere Arg steht, und für den Fall, dass das Peptid aus mehr als 3 Aminosäureresten besteht, am Anfang und Ende des Peptids jeweils zwei basische Aminosäurereste, insbesondere Arg und/oder Lys stehen,
R1 a) ein Wasserstoffatom, b) ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest oder c) ein Peptid mit 2 bis 15 Aminosäureresten,
R2 ein genetisch kodierbarer Aminosäurerest ist und
und die Reste A1 - A20 der Aminosäuresequenz der A-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen und die Reste B1 - B30 der Aminosäuresequenz der B-Kette von Humaninsulin oder einem Insulinanalogon entsprechen;
bei dem höhermolekulare Substanzen aus einer wäßrigen Lösung des Preproinsulins durch. eine erste Chromatographie an einem Anionenaustauscher im Durchflussmodus und eine anschließende zweite Chromatographie an einem Kationenaustauscher im Adsorptionsmodus abgetrennt werden.
2. Verfahren zur chromatographischen Reinigung des gentechnologisch hergestellten Preproinsulins der Formel 1 , wobei das Preproinsulin folgende Aminosäuresequenz hat:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly- Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Lys-Thr-Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu- Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu- Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-
Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn (SEQ ID NO: 2).
3. Verfahren zur chromatographischen Reinigung des gentechnologisch hergestellten Preproinsulins der Formel 1 , wobei das Preproinsulin folgende Aminosäuresequenz hat: Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Asn-Gln-His-Leu-Cys-Gly- Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Lys-Thr-Arg-Arg-Glu-Ala-Glu-Asp-Pro-Gln-Val-Gly-Gln-Val-Glu-Leu- Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala-Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu- Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-
Glu-Asn-Tyr-Cys-Gly (SEQ ID NO: 3).
4. Verfahren zur chromatographischen Reinigung des gentechnologisch hergestellten Preproinsulins der Formel 1 , wobei das Preproinsulin folgende Aminosäuresequenz hat:
Ala-Thr-Thr-Ser-Thr-Gly-Asn-Ser-Ala-Arg-Phe-Val-Lys-Gln-His-Leu-Cys-GIy- Ser-His-Leu-Val-Glu-Ala-Leu-Tyr-Leu-Val-Cys-Gly-Glu-Arg-Gly-Phe-Phe-Tyr- Thr-Pro-Glu-Thr-Arg- Asp-Val-Pro-Gln-Val-Glu-Leu-Gly-Gly-Gly-Pro-Gly-Ala- Gly-Ser-Leu-Gln-Pro-Leu-Ala-Leu-Glu-Gly-Ser-Leu-Gln-Lys-Arg-Gly-Ile-Val-Glu-
Gln-Cys-Cys-Thr-Ser-Ile-Cys-Ser-Leu-Tyr-Gln-Leu-Glu-Asn-Tyr-Cys-Asn (SEQ ID NO: 4).
5. Verfahren gemäss den Ansprüchen 1 bis 4 zur Abtrennung von Fremdsubstanzen aus den Lösungen von Preproinsulinen, welche die
Denaturierung von Insulin induzieren.
6. Verfahren gemäss den Ansprüchen 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die zweite Chromatographie bei einem pH-Wert von 3,0 bis 5,5 durchgeführt wird.
7. Verfahren gemäss den Ansprüchen 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass die zweite Chromatographie bei einem Druck von 1 bis 30 bar durchgeführt wird.
8. Verfahren zur Herstellung von Insulin durch Expression ungefalteten Preproinsulins, umfassend die Schritte: a) Fermentation von gentechnisch veränderten Mikroorganismen, welche ungefaltetes Preproinsulin exprimieren b) Ernten der Mikrooganismen und Zellaufschluß c) Isolierung der Einschlußkörper mit ungelöstem, ungefalteten Preproinsulin d) Auflösen des Preproinsulins mit korrekter Faltung der Peptidkette und mit gleichzeitiger Schließung der Disulfidbrücken zum Preproinsulin und anschließendem Durchlaufen eines Verfahrens gemäß den Ansprüchen 1 - 7 e) Enzymatische Spaltung des Preproinsulins zum Humaninsulin f) Reinigung des Humaninsulins g) Kristallisation des Humaninsulins und Trocknung
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