WO2001062064A2 - Verfahren zur detektion von cytosin-methylierung in dna proben - Google Patents

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WO2001062064A2
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Alexander Olek
Kurt Berlin
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    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
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    • C12Q1/6844—Nucleic acid amplification reactions
    • C12Q1/6858—Allele-specific amplification

Definitions

  • the invention relates to a method for the detection of 5-methylcytosine in genomic DNA samples.
  • the present invention describes a method for the detection of the ethylation state of genomic DNA samples.
  • the method can also be used to detect point mutations and single nucleotide polymorphisms (SNPs).
  • 5-Methylcytosine is the most common covalently modified base in the DNA of eukaryotic cells. For example, it plays a role in the regulation of transcription, in genetic imprinting and in tumorigenesis. The identification of 5-methylcytosine as a component of genetic information is therefore of considerable interest. However, 5-methylcytosine positions cannot be identified by sequencing, since 5-methylcytosine has the same base pairing behavior as cytosine. It also goes for a PCR amplification the epigenetic information carried by the 5-methyl-cytosine is completely lost.
  • Methylcytosine is based on the specific reaction of bisulfite with cytosine, which is converted into uracil after subsequent alkaline hydrolysis, which corresponds to the thymidine in its base-pairing behavior. 5-Methylcytosine, however, is not modified under these conditions. The original DNA is thus converted so that methyl cytosine, which originally cannot be distinguished from the cytosine by its hybridization behavior, can now be detected by “normal” molecular biological techniques as the only remaining cytosine, for example by amplification and hybridization or sequencing. All of these techniques are based on base pairing, which is now being fully exploited.
  • the state of the art in terms of sensitivity is defined by a method which includes the DNA to be examined in an agarose matrix, thereby preventing the diffusion and renaturation of the DNA (bisulfite only reacts on single-stranded DNA) and all precipitation and purification steps replaced by rapid dialysis (Olek, A. et al., Nucl. Acids. Res. 1996, 24,
  • two easy-to-use functionalizations are primary, aliphatic amines and thiols. Such amines are reacted quantitatively with N-hydroxysuccinimide esters, and thiols react quantitatively with alkyl iodides under suitable conditions.
  • One difficulty is in introducing such functionalization into DNA.
  • the simplest variant is the introduction by means of a PCR primer. Variants shown use 5'-modified primers (NH2 and SH) and a bifunctional linker.
  • An essential part of immobilization on a surface is its condition. Systems described so far are mainly made of silicon or metal. Another method for binding a target DNA is based on using a short recognition sequence (for example 20 bases) in the target DNA for hybridization to a surface-immobilized oligonucleotide. Enzymatic variants for introducing chemically activated positions on a target DNA have also been described. Here, a 5'-NH 2 functionalization is carried out enzymatically on a target DNA. Fluorescent-labeled probes have been used in many cases for scanning an immobilized DNA array. The simple attachment of Cy3 and Cy5 dyes to the 5 'OH of the respective probe is particularly suitable for fluorescent labels. The fluorescence of the hybridized probes is detected, for example, using a confocal microscope. The dyes Cy3 and Cy5, among many others, are commercially available.
  • Matrix-assisted laser desorption / ionization mass spectrometry is a very powerful development for the analysis of biomolecules (Karas, M. and Hillenkamp, F. (1988), Laser desorption ionization of proteins with molecular masses exeeding 10000 daltons. Anal. Che. 60: 2299-2301).
  • An analyte is embedded in a light-absorbing matrix. The matrix is evaporated by a short laser pulse and the analyte molecule is thus transported unfragmented into the gas phase. The ionization of the analyte is achieved by collisions with matrix molecules.
  • An applied voltage accelerates the ions into a field-free flight tube. Due to their different masses, ions are accelerated to different extents. Smaller ions reach the detector earlier than larger ones.
  • Genomic DNA is obtained by standard methods from DNA from cell, tissue or other test samples. This standard methodology can be found in references such as Fritsch and Maniatis eds. , Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 1989.
  • the existing binding sites for a certain protein do not completely match in their sequence, but there are conserved sequences of at least 4 bases, which are inserted by inserting "wobbles", i.e. H. Positions where there are different bases can still be extended. Furthermore, these binding sites are at certain distances from each other.
  • DNA in interphase chromatin which takes up most of the nuclear volume, is subject to a very special order.
  • SAR scaffold attachment regions
  • MAR fragments have no conservative sequences, but consist of 70% A and T and are close to cis-acting regions that regulate transcription in general and topoisomerase II recognition sites.
  • insulators In addition to promoters and enhancers, there are other regulatory elements for various genes, so-called insulators. These insulators can e.g. inhibit the effect of the enhancer on the promoter if they are between the enhancer and the promoter or, if they are between heterochromatin and a gene, protect the active gene from the influence of heterochromatin. Examples of such insulators are: 1. So-called LCR (locus control regions), which consists of several sites that are hypersensitive to DNAase I; 2. certain sequences such as SCS (specialized chromatin structures) or SCS ', 350 or 200 bp long and highly resistant to degradation by DNAase I and flanked on both sides by hypersensitive sites (spacing 100 bp each). The protein BEAF-32 binds to scs'. These insulators can be on either side of the gene.
  • LCR locus control regions
  • the object of the present invention is to provide a method which is particularly suitable for the simultaneous detection of cytosine methylations and SNPs in genomic DNA samples. It should preferably be possible to examine a large number of fragments at the same time.
  • the object is achieved according to the invention by a method for the detection of 5-methylcytosine in genomic DNA samples, the following steps being carried out: (a) a genomic DNA from a DNA sample is reacted chemically with a reagent, wherein 5-methylcytosine and cytosine react differently and thus they have a different base pairing behavior after the reaction show the DNA duplex;
  • the pretreated DNA is amplified using a polymerase and at least one oligonucleotide (type A) as a primer;
  • the amplified genomic DNA is hybridized to at least one oligonucleotide (type B) with the formation of a duplex, said hybridized oligonucleotides of type B with their 3 'end directly or at intervals of up to 10 bases adjacent to the positions which are to be examined with regard to their methylation in the genomic DNA sample;
  • the oligonucleotide (type B) with a known sequence of n nucleotides is extended by at least one nucleotide by means of a polymerase, the nucleotide bearing a detectable label and the extension of
  • Methylation status of the respective cytosine in the genomic DNA sample depends;
  • the oligonucleotides (type B) are bound to a solid phase at defined locations or that the amplificates are bound to a solid phase at defined locations.
  • oligonucleotide sequences are arranged on a flat solid phase in the form of a rectangular or hexagonal grid. It is preferred that the markings on the extended oligonucleotides can be identified at any position of the solid phase at which an oligonucleotide sequence is located.
  • At least one primer (type A) is bound to a solid phase during the amplification. It is also preferred in certain cases to arrange different amplificates on the solid phase in the form of a rectangular or hexagonal grid.
  • the amplification takes place by means of the polymerase chain reaction (PCR).
  • PCR polymerase chain reaction
  • the type A oligonucleotides used either contain only the bases T, A and C or else the bases T, A and G and / or that the type B oligonucleotides used either contain only the bases T, A and C or the bases T, A and G contain.
  • the labels of the nucleotides are fluorescent labels.
  • the labels of the nucleotides are radionuclides.
  • the markings of the nucleotides are detachable mass markings which are detected in a mass spectrometer.
  • the extended oligonucleotides are detected in total in the mass spectrometer and are thus clearly marked by their mass. It is also preferred that a fragment of the extended oligonucleotides is detected in the mass spectrometer.
  • the fragment of the extended oligonucleotide is generated by digestion with one or more exo- or endonucleases.
  • the fragments generated have a single positive or negative net charge.
  • the detection of the extended oligonucleotides is carried out and visualized by means of matrix assisted laser desorption / ionization mass spectrometry (MALDI) or by means of electrospray mass spectrometry (ESI).
  • MALDI matrix assisted laser desorption / ionization mass spectrometry
  • ESI electrospray mass spectrometry
  • the method according to the invention is also preferred if the polymerases are heat-resistant DNA polymerases.
  • the method according to the invention is also preferred if, in addition to DNA methylation, SNPs are also detected and visualized.
  • the method is also correspondingly preferred, the nucleotides used being terminating (type C 2) and / or chain-extending nucleotides (type C 1).
  • a method according to the invention is also preferred, in which the chain-terminating nucleotide (type C 2) is selected from a group which comprises either the bases T and C or the bases G and A and / or in which the chain-extending nucleotides (type C 1) out of a group chooses either the nucleobases A, T and C or the bases G and A and T.
  • the chain-terminating nucleotide (type C 2) is selected from a group which comprises either the bases T and C or the bases G and A and / or in which the chain-extending nucleotides (type C 1) out of a group chooses either the nucleobases A, T and C or the bases G and A and T.
  • the amplification of several DNA sections is carried out in one reaction vessel.
  • the fluorescently labeled dCTP derivative is Cy3-dCTP or Cy5-dCTP.
  • the solid phase surface consists of silicon, glass, polystyrene, aluminum, steel, iron, copper, nickel, silver or gold.
  • genomic DNA is obtained from a DNA sample
  • sources of DNA e.g. B. cell lines, blood, sputum, stool, urine, brain spinal fluid, paraffin-embedded tissue, histological slides and all possible combinations thereof.
  • the method involves the amplification, hybridization and extension reaction of an entire DNA or a fragment thereof.
  • the method can be used for the detection of methylcytosine and also of single nucleotide polymorphisms (SNPs) and mutations.
  • SNPs single nucleotide polymorphisms
  • the genomic DNA to be analyzed is preferably obtained from conventional sources for DNA, such as. B. cell lines, Blood, sputum, stool, urine, brain spinal fluid, paraffin-embedded tissue, histological slides and all possible combinations of these.
  • bisulfite disulfite, hydrogen sulfite
  • an addition takes place on the unmethylated cytosine bases.
  • the subsequent alkaline hydrolysis then leads to the conversion of unmethylated cytosine nucleobases into uracil.
  • the inserted genomic DNA is preferably fragmented before chemical treatment with a restriction endonuclease.
  • the pretreated DNA is preferably amplified using a heat-resistant polymerase and at least one primer (type A).
  • This primer can preferably contain 10-40 base pairs.
  • the amplification with type A primers is carried out by means of the polymerase chain reaction (PCR).
  • PCR polymerase chain reaction
  • the amplification of several DNA fragments is carried out in one reaction vessel.
  • This can either be a so-called multiplex PCR, in which different primers each generate defined fragments.
  • primers amplify several fragments in a targeted and reproducible manner. This can be achieved either by binding to repetitive elements in the genome, for example.
  • the primers bind to transcription factor binding sites, to promoters or other regulatory elements in genes.
  • the amplification takes place by extending primers which are bound to a solid phase.
  • a multiplex PCR in the broader sense can be carried out in that different primers are bound to different, defined locations of a solid phase.
  • the solid phase is flat, the different oligonucleotide sequences being arranged in the form of a rectangular or hexagonal lattice.
  • the different amplificates are also arranged on the solid phase in the form of a rectangular or hexagonal grid. As already described above, in this case several amplificates are generated directly on the solid phase.
  • the solid phase surface preferably consists of silicon, glass, polystyrene, aluminum, steel, iron, copper, nickel, silver or gold.
  • the oligonucleotides of type A either contain only the bases T, A and C or only the bases T, A and G.
  • the amplified genomic DNA is hybridized to at least one primer (type B) to form a duplex.
  • the oligonucleotide type B preferably contains 10-35 base pairs.
  • the hybridized type B oligonucleotides adjoin with their 3 'end directly or at a distance of up to 10 bases to the positions which are to be examined for their methylation in the genomic DNA sample.
  • the oligonucleotides hybridized to the amplificates can be connected to a solid phase at their 5 'end or at another base or via their backbone, but not via their 3' end. Binding preferably takes place via the 5 'end.
  • the solid phase is flat, the different oligonucleotide sequences (type B) being arranged in the form of a rectangular or hexagonal lattice.
  • the solid phase surface preferably consists of silicon, glass, polystyrene, aluminum, steel, iron, copper, nickel, silver or gold.
  • the oligonucleotides of type B either contain only the bases T, A and C or only the bases T, A and G.
  • type B oligonucleotide is immediately adjacent to the position to be examined, only terminating oligonucleotides (type C2) are required.
  • terminating oligonucleotides type C2
  • chain-extending oligonucleotides can also be used, provided that it is possible in the respective sequence context.
  • the extended oligonucleotides are examined for the presence of a label. If a flat solid phase is used, an analysis is carried out at any location on the solid phase at which an oligonucleotide was originally immobilized. In a particularly preferred variant of the method, the detection of the extended oligonucleotides takes place via their fluorescence. Different extension products preferably have different fluorescence properties, which can be achieved, for example, by built-in nucleotides labeled with different dyes.
  • the markings of the nucleotides are detachable mass markings which can be detected in a mass spectrometer.
  • the lower and the upper strand of the DNA sample are analyzed in an experiment after the chemical pretreatment. to ensure internal experimental control.
  • the extension product ATGTTGGATGTTGTTGAGAAAC (SEQ-ID No .: 4) is formed, while if there is a non-methylated cytosine in the sequence to be examined, the extension product ATGTTGGATGTTGTTGAGA ⁇ Ar (SEQ-ID No .: 5) is formed.
  • the terminating triphosphates of type C2 can, for example, be labeled with two different dyes. This makes the extension products distinguishable. These different labels can be, for example, absorbent dyes such as Megaprime TM for ddTTP or Rediprime II TM for ddCTP.
  • a fragment of exon 23 of the factor VIII gene is given as a sequence example.

Abstract

Beschrieben wird ein Verfahren zum Nachweis von 5-Methylcytosin in genomischen DNA-Proben. Zuerst wird eine genomische DNA aus einer DNA-Probe mit einem Reagenz chemisch umgesetzt, wobei 5-Methylcytosin und Cytosin unterschiedlich reagieren, und anschliessend wird die vorbehandelte DNA unter Verwendung einer Polymerase und mindestens einem Primer amplifiziert. Im nächsten Schritt wird die amplifizierte genomische DNA an mindestens ein Oligonukleotid unter Ausbildung einer Duplex hybridisiert und selbiges um mindestens ein Nukleotid verlängert, wobei das Nukleotid eine nachweisbare Markierung trägt und die Verlängerung vom Methylierungsstatus des jeweiligen Cytosins in der genomischen DNA-Probe abhängt. Im nächsten Schritt werden die verlängerten Oligonukleotide auf das Vorhandensein der Markierung untersucht.

Description

Verfahren zur Detektion von Cytosin- ethylierung in DNA Proben
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum Nachweis von 5- Methylcytosin in genomischen DNA-Proben. Die vorliegende Erfindung beschreibt ein Verfahren zur Detektion des e- thylierungszustandes genomischer DNA Proben. Das Verfahren kann gleichzeitig auch zum Nachweis von Punktmutatio- nen und Single Nucleotide Polymorphisms (SNPs) genutzt werden.
Die nach den methodischen Entwicklungen der letzten Jahre in der Molekularbiologie gut studierten Beobachtungsebe- nen sind die Gene selbst, die Übersetzung dieser Gene in RNA und die daraus entstehenden Proteine. Wann im Laufe der Entwicklung eines Individuums welches Gen angeschaltet wird und wie Aktivieren und Inhibieren bestimmter Gene in bestimmten Zellen und Geweben gesteuert wird, ist mit Ausmaß und Charakter der Methylierung der Gene bzw. des Genoms korrelierbar . Insofern ist die Annahme naheliegend, daß pathogene Zustände sich in einem veränderten Methylierungs uster einzelner Gene oder des Genoms äußern.
5-Methylcytosin ist die häufigste kovälent modifizierte Base in der DNA eukaryotischer Zellen. Sie spielt beispielsweise eine Rolle in der Regulation der Transkription, beim genetischen Imprinting und in der Tumorgenese. Die Identifizierung von 5-Methylcytosin als Bestandteil genetischer Information ist daher von erheblichem Interesse. 5-Methylcytosin-Positionen können jedoch nicht durch Sequenzierung identifiziert werden, da 5-Methyl- cytosin das gleiche Basenpaarungsverhalten aufweist wie Cytosin. Darüber hinaus geht bei einer PCR-Amplifikation die epigenetische Information, welche die 5-Methyl- cytosine tragen, vollständig verloren.
Eine relativ neue und die mittlerweile am häufigsten an- gewandte Methode zur Untersuchung von DNA auf 5-
Methylcytosin beruht auf der spezifischen Reaktion von Bisulfit mit Cytosin, das nach anschließender alkalischer Hydrolyse in Uracil umgewandelt wird, welches in seinem Basenpaarungsverhalten dem Thymidin entspricht. 5- Methylcytosin wird dagegen unter diesen Bedingungen nicht modifiziert. Damit wird die ursprüngliche DNA so umgewandelt, dass Methylcytosin, welches ursprünglich durch sein Hybridisierungsverhalten vom Cytosin nicht unterschieden werden kann, jetzt durch „normale,, molekularbiologische Techniken als einzig verbliebenes Cytosin beispielsweise durch Amplifikation und Hybridisierung oder Sequenzierung nachgewiesen werden kann. Alle diese Techniken beruhen auf Basenpaarung, welche jetzt voll ausgenutzt wird. Der Stand der Technik, was die Empfindlichkeit betrifft, wird durch ein Verfahren definiert, welches die zu untersuchende DNA in einer Agarose-Matrix einschließt, dadurch die Diffusion und Renaturierung der DNA (Bisulfit reagiert nur an einzelsträngiger DNA) verhindert und alle Fällungs- und Reinigungsschritte durch schnelle Dialyse ersetzt (Olek, A. et al., Nucl . Acids. Res. 1996, 24,
5064-5066) . Mit dieser Methode können einzelne Zellen untersucht werden, was das Potential der Methode veranschaulicht. Allerdings werden bisher nur einzelne Regionen bis etwa 3000 Basenpaare Länge untersucht, eine glo- bale Untersuchung von Zellen auf Tausenden von möglichen Methylierungsanalysen ist nicht möglich. Allerdings kann auch dieses Verfahren keine sehr kleinen Fragmente aus geringen Probenmengen zuverlässig analysieren. Diese gehen trotz Diffusionsschutz durch die Matrix verloren. Eine Übersicht über die weiteren bekannten Möglichkeiten, 5-Methylcytosine nachzuweisen, kann aus dem folgenden Ü- bersichtsartikel entnommen werden: Rein, T., DePamphilis, M. L., Zorbas, H., Nucleic Acids Res. 1998, 26, 2255.
Die Bisulfit-Technik wird bisher bis auf wenige Ausnahmen (z. B. Zechnigk, M. et al., Eur. J. Hum. Gen. 1997, 5, 94-98) nur in der Forschung angewendet. Immer aber werden kurze, spezifische Stücke eines bekannten Gens nach einer Bisulfit-Behandlung amplifziert und entweder komplett sequenziert (Olek, A. und Walter, J. , Nat . Genet . 1997, 17, 275-276) oder einzelne Cytosin-Positionen durch eine „Primer-Extension-Reaktion,, (Gonzalgo, M. L. und Jones, P. A., Nucl. Acids Res. 1997, 25, 2529-2531, WO 9500669) oder einen Enzymschnitt (Xiong, Z. und Laird, P. W.,
Nucl. Acids. Res. 1997, 25, 2532-2534) nachgewiesen. Zudem ist auch der Nachweis durch Hybridisierung beschrieben worden (Olek et al., WO 9928498).
Weitere Publikationen, die sich mit der Anwendung der Bisulfit-Technik zum Methylierungsnachweis bei einzelnen Genen befassen, sind: Xiong, Z. und Laird, P. W. (1997), Nucl. Acids Res. 25, 2532; Gonzalgo, M. L. und Jones, P. A. (1997), Nucl. Acids Res. 25, 2529/ Grigg, S. und Clark, S. (1994), Bioassays 16, 431; Zeschnik, M. et al. (1997), Human Molecular Genetics 6, 387; Teil, R. et al. (1994), Nucl. Acids Res. 22, 695; Martin, V. et al . (1995), Gene 157, 261; WO 9746705, WO 9515373 und WO 45560.
Eine Übersicht über den Stand der Technik in der Oligomer Array Herstellung läßt sich aus einer im Januar 1999 erschienen Sonderausgabe von Nature Genetics (Nature Genetics Supplement, Volume 21, January 1999) und der dort zitierten Literatur entnehmen. Es existieren verschiedene Verfahren um DNA zu immobilisieren. Das bekannteste Verfahren ist die Festbindung einer DNA, welche mit Biotin funktionalisiert ist, an eine Streptavidin-beschichtete Oberfläche (Uhlen, M. et al . 1988, Nucleic Acids Res. 16, 3025-3038). Die Bindungsstärke dieses Systems entspricht der einer kovalenten chemischen Bindung ohne eine zu sein. Um eine Ziel-DNA kovalent an eine chemisch vorbereitete Oberfläche binden zu können, bedarf es einer entsprechenden Funktionalität der Ziel-DNA. DNA selbst besitzt keine Funktionalisie- rung, die geeignet ist. Es gibt verschiedene Varianten, in eine Ziel-DNA eine geeignete Funktionalisierung einzuführen: Zwei leicht zu handhabende Funktionalisierungen sind primäre, aliphatische Amine und Thiole. Solche Amine werden quantitativ mit N-Hydroxysuccinimidestern umgesetzt, und Thiole reagieren unter geeigneten Bedingungen quantitativ mit Alkyliodiden. Eine Schwierigkeit besteht im Einführen einer solchen Funktionalisierung in eine DNA. Die einfachste Variante ist die Einführung durch ei- nen Primer einer PCR. Gezeigte Varianten benutzen 5'- modifizierte Primer (NH2 und SH) und einen bifunktionalen Linker.
Ein wesentlicher Bestandteil der Immobilisierung auf ei- ner Oberfläche ist ihre Beschaffenheit. Bis jetzt beschriebene Systeme sind hauptsächlich aus Silizium oder Metall. Eine weitere Methode zur Bindung einer Ziel-DNA basiert darauf, eine kurze Erkennungssequenz (z. B. 20 Basen) in der Ziel-DNA zur Hybridisierung an ein oberflä- chenimmobilisiertes Oligonukleotid zu verwenden. Es sind auch enzymatische Varianten zur Einführung von chemisch aktivierten Positionen an eine Ziel-DNA beschrieben worden. Hier wird an einer Ziel-DNA enzymatisch eine 5'-NH2- Funktionalisierung durchgeführt. Für die Abtastung eines immobilisierten DNA-Arrays sind vielfach fluoreszent markierte Sonden verwendet worden. Besonders geeignet für Fluoreszenzmarkierungen ist das einfache Anbringen von Cy3 und Cy5 Farbstoffen am 5 ' -OH der jeweiligen Sonde. Die Detektion der Fluoreszenz der hybridisierten Sonden erfolgt beispielsweise über ein Konfokalmikroskop. Die Farbstoffe Cy3 und Cy5 sind, neben vielen anderen, kommerziell erhältlich.
Eine Übersicht über den Stand der Technik in der Oligomer Array Herstellung läßt sich aus einer im Januar 1999 erschienenen Sonderausgabe von Nature Genetics (Nature Genetics Supplement, Volume 21, January 1999) , der dort zitierten Literatur und dem US-AI 5994065 über Methoden zur Herstellung von festen Trägern für Zielmoleküle wie Oli- gonukleotide bei vermindertem nichtspezifischem Hintergrundsignal entnehmen.
Neuere Verfahren zum Nachweis von Mutationen sind im fol- genden aufgeführt:
Als ein Spezialfall der Sequenzierung ist die Einzelbasen-Primer-Erweiterung (Genetic Bit Analysis) erwähnenswert (Head, SR., Rogers, YH., Parikh K. , Lan, G., Anderson, S., Goelet, P., Boycejacino M . , Nucleic Acids Re- search. 25(24): 5065-5071, 1997; Picoult-Newberg, L., Genome Res. 9(2): 167-174, 1999). Eine kombinierte Amplifi- kation und Sequenzierung wird in US-AI 5928906 beschrieben, wo eine basenspezifische Terminierung auf Matrixmolekülen eingesetzt wird. Ein weiteres Verfahren setzt ei- ne Ligase/Polymerasereaktion für die Identifikation von Nukleotiden ein (US-AI 5952174) .
Matrix-assistierte Laser Desorptions/Ionisations- Massenspektrometrie (MALDI) ist eine sehr leistungsfähige Entwicklung für die Analyse von Biomolekülen (Karas, M. und Hillenkamp, F. (1988), Laser desorption ionization of proteins with molecular masses exeeding 10000 daltons. Anal. Che . 60: 2299-2301). Ein Analyt wird in eine lichtabsorbierende Matrix eingebettet. Durch einen kurzen Laserpuls wird die Matrix verdampft und das Analytmolekül so unfragmentiert in die Gasphase befördert. Durch Stöße mit Matrixmolekülen wird die Ionisation des Analyten erreicht. Eine angelegte Spannung beschleunigt die Ionen in ein feldfreies Flugrohr. Auf Grund ihrer verschiedenen Massen werden Ionen unterschiedlich stark beschleunigt. Kleinere Ionen erreichen den Detektor früher als größere.
Maldi eignet sich ausgezeichnet zur Analyse von Peptiden und Proteinen. Die Analyse von Nukleinsäuren ist etwas schwieriger (Gut, I. G. und Beck, S. (1995), DNA and Mat- rix Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectro- metry. Molecular Biology: Current Innovations and Future Trends 1: 147-157.) Für Nukleinsäuren ist die Empfindlichkeit etwa 100 mal schlechter als für Peptide und nimmt mit zunehmender Fragmentgröße überproportional ab. Für Nukleinsäuren, die ein vielfach negativ geladenes
Rückgrat haben, ist der Ionisationsprozeß durch die Matrix wesentlich ineffizienter. Für MALDI spielt die Wahl der Matrix eine eminent wichtige Rolle. Für die Desorption von Peptiden sind einige sehr leistungsfähige Matrices gefunden worden, die eine sehr feine Kristallisation ergeben. Für DNA gibt es zwar mittlerweile einige ansprechende Matrices, jedoch wurde dadurch der Empfindlichkeitsunterschied nicht verringert. Der Empfindlichkeitsunterschied kann verringert werden, indem die DNA che- misch so modifiziert wird, dass sie einem Peptid ähnlicher wird. Phosphorothioatnukleinsäuren, bei denen die gewöhnlichen Phosphate des Rückgrats durch Thiophosphate substituiert sind, lassen sich durch einfache Alkylie- rungschemie in eine ladungsneutrale DNA umwandeln (Gut, I. G. und Beck, S. (1995), A procedure for selective DNA alkylation and detection by mass spectrometry. Nucleic Acids Res. 23: 1367-1373). Die Kopplung eines „Charge tags,, an diese modifizierte DNA resultiert in der Steigerung der Empfindlichkeit um den gleichen Betrag, wie er für Peptide gefunden wird. Ein weiterer Vorteil von „Charge tagging,, ist die erhöhte Stabilität der Analyse gegen Verunreinigungen, die den Nachweis unmodifizierter Substrate stark erschweren.
Genomische DNA wird durch Standardmethoden aus DNA von Zeil-, Gewebe- oder sonstigen Versuchsproben gewonnen. Diese Standardmethodik findet sich in Referenzen wie Fritsch und Maniatis eds . , Molecular Cloning: A Laborato- ry Manual, 1989.
Gemeinsamkeiten zwischen Promotoren bestehen nicht nur im Vorkommen von TATA- oder GC-Boxen sondern auch darin, für welche Transkriptionsfaktoren sie Bindestellen besitzen und in welchem Abstand diese sich zueinander befinden. Die existierenden Bindestellen für ein bestimmtes Protein stimmen in ihrer Sequenz nicht vollständig überein, es finden sich aber konservierte Folgen von mindestens 4 Basen, die durch das Einfügen von „Wobbles,,, d. h. Positionen, an denen sich jeweils unterschiedliche Basen befinden, noch verlängert werden können. Des weiteren liegen diese Bindestellen in bestimmten Abständen zueinander vor.
Die Verteilung der DNA im Interphase-Chromatin, das den größten Teil des nuklearen Volumens einnimmt, unterliegt jedoch einer ganz speziellen Ordnung. So ist die DNA an mehreren Stellen an die nukleare Matrix, eine filamentöse Struktur an der Innenseite der nuklearen Membran, angeheftet. Diese Regionen bezeichnet man als atrix attach- ment regions (MAR) oder scaffold attachment regions (SAR) . Das Anheften hat wesentlichen Einfluß auf die
Transkription bzw. die Replikation. Diese MAR-Fragmente weisen keine konservativen Sequenzen auf, bestehen allerdings zu 70% aus A bzw. T und liegen in der Nähe von cis- agierenden Regionen, die die Transkription allgemein regulieren, und Topoisomerase II-Erkennungsstellen.
Neben Promotoren und Enhancern existieren weitere regulatorische Elemente für verschiedene Gene, sogenannte Insu- lators. Diese Insulators können z.B. die Wirkung des En- hancers auf den Promotor inhibieren, wenn sie zwischen Enhancer und Promotor liegen, oder aber, zwischen Hete- rochromatin und einem Gen gelegen, das aktive Gen vor dem Einfluß des Heterochromatins schützen. Beispiele für solche Insulators sind: 1. sogenannte LCR (locus control regions) , welche aus mehreren gegenüber DNAase I hypersen- sitiven Stellen besteht; 2. bestimmte Sequenzen wie SCS (specialized chromatin structures) bzw. SCS', 350 bzw. 200 bp lang und hoch-resistent gegen Degradierung durch DNAase I und auf beiden Seiten von hypersensitiven Stellen flankiert (Abstand je 100 bp) . An scs ' bindet das Protein BEAF-32. Diese Insulators können auf beiden Seiten des Gens liegen.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es ein Verfahren bereitstellen, welches sich zum gleichzeitigen Detektie- ren von Cytosin-Methylierungen und SNPs in genomischen DNA-Proben besonders eignet. Dabei soll bevorzugt eine Vielzahl von Fragmenten gleichzeitig untersucht werden können.
Die Aufgabe wird erfindungsgemäß durch ein Verfahren zum Nachweis von 5-Methylcytosin in genomischen DNA-Proben gelöst, wobei man die folgenden Schritte ausführt: (a) man setzt eine genomische DNA aus einer DNA-Probe mit einem Reagenz chemisch um, wobei 5-Methylcytosin und Cy- tosin unterschiedlich reagieren und diese somit nach der Reaktion ein unterschiedliches Basenpaarungsverhalten in der DNA Duplex zeigen;
(b) man amplifiziert die vorbehandelte DNA unter Verwendung einer Polymerase und mindestens einem Oligonukleotid (Typ A) als Primer; (c) man hybridisiert die amplifizierte genomische DNA an mindestens ein Oligonukleotid (Typ B) unter Ausbildung einer Duplex, wobei besagte hybridisierte Oligonukleotide des Typs B mit ihrem 3 '-Ende unmittelbar oder im Abstand von bis zu 10 Basen an die Positionen angrenzen, die hin- sichtlich ihrer Methylierung in der genomischen DNA-Probe zu untersuchen sind;
(d) man verlängert das Oligonukleotid (Typ B) mit bekannter Sequenz von n Nukleotiden mittels einer Polymerase mindestens um ein Nukleotid, wobei das Nukleotid eine nachweisbare Markierung trägt und die Verlängerung vom
Methylierungsstatus des jeweiligen Cytosins in der genomischen DNA-Probe abhängt;
(e) man untersucht die verlängerten Oligonukleotide auf das Vorhandensein der Markierung.
Erfindungsgemäß bevorzugt ist es dabei, dass man die Oligonukleotide (Typ B) an definierten Stellen an eine Festphase bindet oder dass man die Amplifikate an definierten Stellen an eine Festphase bindet.
Weiterhin ist dabei erfindungsgemäß bevorzugt, dass man unterschiedliche Oligonukleotidsequenzen auf einer ebenen Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters anordnet. Dabei ist bevorzugt, dass die an den verlängerten Oligonukleotiden angebrachten Markierungen an jeder Position der Festphase, an der sich eine Oligo- nukleotidsequenz befindet, identifizierbar sind.
Erfindungsgemäß bevorzugt ist ferner, dass man bei der Amplifikation mindestens einen Primer (Typ A) an eine Festphase bindet. Es ist ferner in bestimmten Fällen bevorzugt, dass man unterschiedliche Amplifikate auf der Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters anordnet.
Weiterhin ist es erfindungsgemäß bevorzugt, dass man die Behandlung der DNA vor der Amplifikation mit einer Bisul- fitlösung (=Disulfit, Hydrogensulfit) durchführt.
Es ist erfindungsgemäß ferner bevorzugt, dass die Ampli- fikation mittels der Polymerasekettenreaktion (PCR) erfolgt.
Außerdem ist es erfindungsgemäß bevorzugt, dass die ver- wendeten Oligonukleotide des Typs A entweder nur die Basen T, A und C oder aber die Basen T, A und G enthalten und/oder dass die verwendeten Oligonukleotide des Typs B entweder nur die Basen T, A und C oder aber die Basen T, A und G enthalten.
Es ist ferner erfindungsgemäß bevorzugt, dass die Markierungen der Nukleotide Fluoreszenzmarkierungen sind.
Dabei ist es besonders bevorzugt, dass die Markierungen der Nukleotide Radionuklide sind.
Erfindungsgemäß ist es auch bevorzugt, dass die Markierungen der Nukleotide ablösbare Massenmarkierungen sind, die in einem Massenspektrometer nachgewiesen werden.
Es ist weiterhin erfindungsgemäß bevorzugt, dass die verlängerten Oligonukleotide insgesamt im Massenspektrometer nachgewiesen werden und somit durch ihre Masse eindeutig markiert sind. Bevorzugt ist es auch, dass jeweils ein Fragment der verlängerten Oligonukleotide im Massenspektrometer nachgewiesen wird.
Insbesondere bevorzugt ist es erfindungsgemäß, dass man das Fragment des verlängerten Oligonukleotids durch Verdau mit einer oder mehrerer Exo- oder Endonukleasen erzeugt .
Außerdem ist es erfindungsgemäß bevorzugt, dass zur besseren Detektierbarkeit im Massenspektrometer die erzeugten Fragmente eine einzelne positive oder negative Nettoladung aufweisen.
Besonders bevorzugt ist es, dass man die Detektion der verlängerten Oligonukleotide mittels Matrix assistierter Laser Desorptions/Ionisations Massenspektrometrie (MALDI) oder mittels Elektrospray Massenspektrometrie (ESI) durchführt und visualisiert .
Das erfindungsgemäße Verfahren ist auch bevorzugt, wenn die Polymerasen hitzebeständige DNA-Polymerasen sind.
Das erfindungsgemäße Verfahren ist ebenfalls bevorzugt, wenn man zusätzlich zur DNA-Methylierung auch SNPs detek- tiert und visualisiert.
Entsprechend bevorzugt ist das Verfahren auch, wobei die eingesetzten Nukleotide terminierende (Typ C 2) und/oder kettenverlängernde Nukleotide (Typ C 1) sind.
Bevorzugt ist auch ein erfindungsgemäße Verfahren, wobei man das kettenterminierende Nukleotid (Typ C 2) aus einer Gruppe auswählt, die entweder die Basen T und C oder aber die Basen G und A umfasst und/oder wobei man die kettenverlängernden Nukleotide (Typ C 1) aus einer Gruppe aus- wählt, die entweder die Nukleobasen A, T und C oder aber die Basen G und A und T umfasst.
Es ist ferner erfindungsgemäß bevorzugt, dass man die Amplifikation von mehreren DNA-Abschnitten in einem Reaktionsgefäß durchführt.
Außerdem ist es bevorzugt, dass das fluoreszenzmarkierte dCTP-Derivat Cy3-dCTP oder Cy5-dCTP ist.
Besonders bevorzugt ist es, dass die Festphasenoberfläche aus Silizium, Glas, Polystyrol, Aluminium, Stahl, Eisen, Kupfer, Nickel, Silber oder Gold besteht.
Weiterhin ist ein Verfahren bevorzugt, wobei man die genomische DNA aus einer DNA-Probe erhält, wobei Quellen für DNA z. B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn-Rückenmarks-Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, histologische Objektträger und alle möglichen Kom- binationen hiervon umfaßt.
Ganz besonders bevorzugt ist schließlich ein Verfahren bei dem man Methylierungsanalysen des oberen und unteren DNA-Stranges gleichzeitig durchführt.
Beschrieben wird ein Verfahren zum Nachweis von Methylcytosin in genomischen DNA-Proben:
Die Methode beinhaltet die Amplifikation, Hybridisierung und Verlängerungsreaktion einer gesamten DNA oder eines Fragments hiervon. Die Methode kann benutzt werden zum Nachweis von Methylcytosin und auch gleichzeitig von Single Nucleotide Polymorphisms (SNPs) und Mutationen.
Die zu analysierende genomische DNA wird bevorzugt aus üblichen Quellen für DNA erhalten, wie z. B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn-Rückenmarks- Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, histologi- sche Objektträger und alle möglichen Kombinationen hiervon.
Im ersten Schritt des Verfahrens wird die eingesetzte DNA bevorzugt mit Bisulfit, (= Disulfit, Hydrogensulfit) oder aber einer anderen Chemikalie derart behandelt, dass alle nicht an der 5-Position der Base methylierten Cytosinba- sen so verändert werden, dass eine hinsichtlich dem Basenpaarungsverhalten unterschiedliche Base entsteht, während die in 5-Position methylierten Cytosine unverändert bleiben. Wird Bisulfit verwendet, so findet an den nicht methylierten Cytosinbasen eine Addition statt. Die an- schließende alkalische Hydrolyse führt dann zur Umwandlung von nicht methylierten Cytosin-Nukleobasen in Ura- cil. Die eingestzte genomische DNA wird bevorzugt vor der chemischen Behandlung mit einer Restriktionsendonuklease fragmentiert .
Im zweiten Schritt des Verfahrens wird die vorbehandelte DNA bevorzugt unter Verwendung einer hitzebeständigen Polymerase und mindestens einem Primer (Typ A) amplifiziert. Dieser Primer kann bevorzugt 10-40 Basenpaare ent- halten.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens wird die Amplifikation mit Primern des Typs A mittels der Polymerasekettenreaktion (PCR) durchgeführt.
In einer bevorzugten Variante des Verfahrens wird die Amplifikation von mehreren DNA-Fragmenten in einem Reaktionsgefäß durchgeführt. Dies kann entweder eine sogenannte Multiplex PCR sein, in der verschiedene Primer je- weils definierte Fragmente erzeugen. Es werden verschiedene definierte Amplifikationen in einem Reaktionsgefäß durchgeführt. In einer weiteren, besonders bevorzugten Variante des Verfahrens amplifizieren Primer gezielt und reproduzierbar jeweils mehrere Fragmente. Dies kann entweder dadurch erzielt werden, dass sie beispielsweise an repetitive Elemente im Genom binden. In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens binden die Primer an Transcription Factor Binding Sites, an Promotoren oder andere regulatorische Elemente in Genen. In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens findet die Amplifikation durch Verlängerung von Primers statt, die an eine Festphase gebunden sind. Eine Multiplex-PCR im weiteren Sinne kann dadurch ausgeführt werden, dass unterschiedliche Primer an verschiedenen, definierten Orten einer Festphase gebunden sind.
In einer wiederum bevorzugten Variante des zweiten Verfahrensschrittes ist die Festphase eben, wobei die unterschiedlichen Oligonukleotidsequenzen in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters angeordnet sind. Das hat zur Folge, dass auch die unterschiedlichen Amplifikate auf der Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters angeordnet sind. Wie bereits oben beschrieben, werden in diesem Fall mehrere Amplifikate direkt auf der Festphase erzeugt.
Die Festphasenoberfläche besteht bevorzugt aus Silizium, Glas, Polystyrol, Aluminium, Stahl, Eisen, Kupfer, Nickel, Silber oder Gold.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens enthalten die Oligonukleotide des Typs A entweder nur die Basen T, A und C oder nur die Basen T, A und G.
Im dritten Verfahrensschritt wird die amplifizierte geno- mische DNA an mindestens einen Primer (Typ B) unter Ausbildung einer Duplex hybridisiert. Das Oligonukleotid Typ B enthält bevorzugt 10-35 Basenpaare. Die hybridisierten Oligonukleotide des Typs B grenzen mit ihrem 3 ' -Ende unmittelbar oder im Abstand von bis zu 10 Basen an die Positionen an, die hinsichtlich ihrer Methylierung in der genomischen DNA-Probe zu untersuchen sind.
Die an die Amplifikate hybridisierten Oligonukleotide können mit ihrem 5 ' -Ende oder an einer anderen Base oder über ihr Rückgrat mit einer Festphase verbunden sein, nicht aber über ihr 3 '-Ende. Bevorzugt erfolgt eine Bindung über das 5 '-Ende. In einer bevorzugten Variante ist die Festphase eben, wobei die unterschiedlichen Oligonukleotidsequenzen (Typ B) in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters angeordnet sind.
Die Festphasenoberfläche besteht bevorzugt aus Silizium, Glas, Polystyrol, Aluminium, Stahl, Eisen, Kupfer, Nickel, Silber oder Gold.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens enthalten die Oligonukleotide des Typs B entweder nur die Basen T, A und C oder nur die Basen T, A und G.
Im vierten Verfahrensschritt wird das entstandene Oligo- nukleotid mit einer hitzebeständigen Polymerase um mindestens ein bis maximal zehn Nukleotide verlängert, wobei zumindest ein Nukleotid eine nachweisbare Markierung trägt. Die Art der Verlängerung hängt dabei vom Methylie- rungsstatus des jeweiligen Cytosins in der genomischen DNA-Probe ab, oder aber von eventuell vorhandenen SNPs,
Punktmutationen oder Deletionen, Insertionen und Inversionen.
Bei unmittelbarem Angrenzen des Oligonukleotids des Typs B an die zu untersuchende Position sind nur terminierende Oligonuleotide (Typ C2) erforderlich. Je nach Sequenz können jedoch auch kettenverlängernde Oligonukleotide verwendet werden, sofern es im jeweiligen Sequenzkontext möglich ist.
In einer bevorzugten Variante des Verfahrens sind die eingesetzten Nukleotide terminierende (Typ C2) und/oder kettenverlängernde Nukleotide (Typ Cl) . Dabei ist das terminierende Nukleotid (Typ C2) ein 2 ' , 3 ' -Didesoxy- nukleotid und das kettenverlängernde Nukleotid ein 2 ' - Desoxynukleotid. In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens werden die Nukleobasen des Typs Cl aus einer Gruppe ausgewählt, die die Basen T, A und C oder aber die Basen T, A und G enthält. In einer weiteren, besonders bevorzugten Variante des Verfahrens werden die Nukleobasen des Typs C2 aus einer Gruppe ausgewählt, die entweder die Basen T und C oder aber die Basen G und A enthält .
Die Markierung der verlängerten Oligonukleotide des Typs B erfolgt bevorzugt über absorbierende Farbstoffe und/oder über Chemilumineszenz und/oder über radioaktive Isotope und/oder über Fluoreszenzmarkierungen, die über die im vierten Verfahrensschritt angefügten Nukleotide eingeführt werden. Bevorzugt ist ebenfalls die Markierung über die Molekülmasse des verlängerten Oligonukleotids . Vorzugsweise wird der Fluoreszenzmarker durch ein fluoreszenzmarkiertes Nukleotid wie z. B. Cy5-dCTP eingeführt.
Im fünften Verfahrensschritt werden die verlängerten Oligonukleotide auf das Vorhandensein einer Markierung untersucht. Wird eine ebene Festphase verwendet, so erfolgt eine Analyse an jedem Ort auf der Festphase, an dem ursprünglich ein Oligonukleotid immobilisiert wurde. In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens erfolgt der Nachweis der verlängerten Oligonukleotide ü- ber ihre Fluoreszenz. Dabei haben bevorzugt unterschiedliche Verlängerungsprodukte unterschiedliche Fluoreszenz- eigenschaften, was beispielsweise durch mit unterschiedlichen Farbstoffen markierte eingebaute Nukleotide erzielt werden kann.
In einer bevorzugten Variante des Verfahrens werden Frag- ente des verlängerten Oligonukleotids durch Verdau mit einer oder mehrerer Exo- oder Endonukleasen erzeugt.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens sind die Markierungen der Nukleotide ablösbare Massenmar- kierungen, die in einem Massenspektrometer nachweisbar sind.
Ablösbare Massenmarkierungen, die verlängerten Oligonukleotide insgesamt oder Fragmente hiervon werden in ei- ner besonders bevorzugten Variante des Verfahrens mittels Matrix-assistierter Laser-Desorptions/Ionisations- Massenspektrometrie (MALDI-MS) oder mittels Elektronen- spray-Massenspektrometrie (ESI) anhand ihrer eindeutigen Masse nachgewiesen und visualisiert.
Vorzugsweise weisen die im Massenspektrometer detektier- ten Fragmente eine einzelne positive oder negative Nettoladung auf.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens werden SNPs (Single Nucleotide Polymorphisms) und Cyto- sin-Methylierungen in einem Experiment analysiert.
In einer besonders bevorzugten Variante des Verfahrens werden der untere und der obere Strang der DNA-Probe nach der chemischen Vorbehandlung in einem Experiment analy- siert, um eine interne experimentelle Kontrolle sicherzustellen.
Weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Kit, das Chemikalien und Hilfsmittel zur Durchführung der Bisulfit- Reaktion und/oder der Amplifikation, der Hybridisierung, der Verlängerungsreaktion und/oder Polymerasen und/oder die Dokumentation zur Durchführung des Verfahrens enthält.
Die folgenden Beispiele erläutern die Erfindung.
Beispiel 1: Als Sequenzbeispiel ist ein Fragment von Exon 23 des Faktor VIII-Gens angegeben.
Im ersten Schritt wird das Fragment durch Primer des Typs A amplifiziert und zwar durch ATTATGTTGGAGTAGTAGAGTTTAAATGGTT (SEQ-ID No.: 1) und
ACTTAACACTTACTATTTAAATCACAACCCÄT (SEQ-ID o.: 2). Die amplifizierte DNA wird an ein Oligonukleotid des Typs B (beispielsweise ATGTTGGATGTTGTTGAG (SEQ-ID No.: 3)) hybridisiert. Anschliessend wird die Verlängerungsreakti- on mit 2 ' , 3 ' -Didesoxycytidintriphosphat (ddCTP, als Typ C2), 2 ' , 3 ' -Didesoxythymidintriphosphat (ddTTP, als Typ C2) und 2'-Desoxyadenosintriphosphat (dATP, als Typ Cl) durchgeführt. Es entsteht, wenn ein methyliertes Cytosin vorlag, das Verlängerungsprodukt ATGTTGGATGTTGTTGAGAAAC (SEQ-ID No.: 4), während bei Vorliegen eines nicht methylierten Cytosins in der zu untersuchenden Sequenz das Verlängerungsprodukt ATGTTGGATGTTGTTGAGAÄAr (SEQ-ID No.: 5) entsteht. Somit entstehen unterschiedliche Verlängerungsprodukte, die vom Methylierungsstatus des jeweiligen Cytosins abhängen. Die terminierenden Triphosphate des Typs C2 können beispielsweise mit zwei unterschiedlichen Farbstoffen gela- belt sein. Dies macht die Verlängerungsprodukte unterscheidbar. Diese unterschiedlichen Label können beispielsweise absorbierende Farbstoffe wie Megaprime™ für ddTTP oder Rediprime II™ für ddCTP sein.
Beispiel 2:
Als Sequenzbeispiel ist ein Fragment von Exon 23 des Faktor VIII-Gens angegeben.
Im ersten Schritt wird das Fragment durch Primer des Typs A amplifiziert und zwar durch
ATTATGTTGGAGTAGTAGAGTTTAAATGGTT (SEQ-ID No.: 1) und ACTTAACACTTACTATTTAAATCACAACCCAT (SEQ-ID No.: 2). Die amplifizierte DNA wird an ein Oligonukleotid des Typs B (beispielsweise ATGTTGGATGTTGTTGAG (SEQ-ID No.: 3)) hybridisiert, das an eine feste Phase immobilisiert ist. Anschliessend wird die Verlängerungsreaktion mit 2 ',3'- Didesoxycytidintriphosphat (ddCTP, als Typ C2), 2', 3'- Didesoxythymidintriphosphat (ddTTP, als Typ C2) und 2'- Desoxyadenosintriphosphat (dATP, als Typ Cl) durchge- führt. Es entsteht, wenn ein methyliertes Cytosin vorlag, das Verlängerungsprodukt ATGTTGGATGTTGTTGAGAAAC (SEQ-ID No.: 4), während bei Vorliegen eines nicht methylierten Cytosins in der zu untersuchenden Sequenz das Verlängerungsprodukt ATGTTGGATGTTGTTGAGAAAT (SEQ-ID No.: 5) ent- steht. Somit entstehen unterschiedliche Verlängerungsprodukte, die vom Methylierungsstatus des jeweiligen Cytosins abhängen. Die terminierenden Triphosphate des Typs C2 können beispielsweise mit zwei unterschiedlichen Farbstoffen gela- belt sein. Dies macht die Verlängerungsprodukte unterscheidbar. Diese unterschiedlichen Label können beispielsweise absorbierende Farbstoffe wie Megaprime™ für ddTTP oder Rediprime II™ für ddCTP sein.

Claims

Patentansprüche
1. Verfahren zum Nachweis von 5-Methylcytosin in genomi- sehen DNA-Proben, dadurch gekennzeichnet, dass man die folgenden Schritte ausführt:
(a) man setzt eine genomische DNA aus einer DNA-Probe mit einem Reagenz chemisch um, wobei 5-Methylcytosin und Cytosin unterschiedlich reagieren und diese somit nach der Reaktion ein unterschiedliches Basenpaarungsverhalten in der DNA Duplex zeigen;
(b) man amplifiziert die vorbehandelte DNA unter Ver- Wendung einer Polymerase und mindestens einem Oligonukleotid (Typ A) als Primer;
(c) man hybridisiert die amplifizierte genomische DNA an mindestens ein Oligonukleotid (Typ B) unter Aus- bildung einer Duplex, wobei besagte hybridisierte 0- ligonukleotide des Typs B mit ihrem 3 '-Ende unmittelbar oder im Abstand von bis zu 10 Basen an die Positionen angrenzen, die hinsichtlich ihrer Methylierung in der genomischen DNA-Probe zu untersuchen sind;
(d) man verlängert das Oligonukleotid (Typ B) mit bekannter Sequenz von n Nukleotiden mittels einer Polymerase mindestens um ein Nukleotid, wobei das Nukleotid eine nachweisbare Markierung trägt und die Ver- längerung vom Methylierungsstatus des jeweiligen Cytosins in der genomischen DNA-Probe abhängt;
(e) man untersucht die verlängerten Oligonukleotide auf das Vorhandensein der Markierung.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass man die Oligonukleotide (Typ B) an definierten Stellen an eine Festphase bindet.
3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass man die Amplifikate an definierten Stellen an eine Festphase bindet.
4. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass man unterschiedliche Oligonukleotidsequenzen auf einer ebenen Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters anordnet.
5. Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, dass die an den verlängerten Oligonukleotiden angebrachten Markierungen an jeder Position der Festphase, an der sich eine Oligonukleotidsequenz befindet, identifizierbar sind.
6. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass man bei der Amplifikation mindestens einen Primer (Typ A) an eine Festphase bindet.
7. Verfahren nach Anspruch 1, 3 oder 6, dadurch gekenn- zeichnet, dass man unterschiedliche Amplifikate auf der Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters anordnet.
8. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass man die Behandlung der
DNA vor der Amplifikation mit einer Bisulfitlösung (=Disulfit, Hydrogensulfit) durchführt.
9. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Amplifikation mittels der Polymerasekettenreaktion (PCR) erfolgt.
10. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die verwendeten Oligonukleotide des Typs A entweder nur die Basen T, A und C oder aber die Basen T, A und G enthalten.
11. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die verwendeten Oligonukleotide des Typs B entweder nur die Basen T, A und C oder aber die Basen T, A und G enthalten.
12. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Markierungen der Nukleotide Fluoreszenzmarkierungen sind.
13. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Markierungen der Nukleotide Radionuklide sind.
14. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Markierungen der Nukleotide ablösbare Massenmarkierungen sind, die in einem Massenspektrometer nachgewiesen werden.
15. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die verlängerten Oligonukleotide insgesamt im Massenspektrometer nachgewiesen werden und somit durch ihre Masse eindeutig markiert sind.
16. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass jeweils ein Fragment der verlängerten Oligonukleotide im Massenspektrometer nachgewiesen wird.
17. Verfahren nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, dass man das Fragment des verlängerten Oligonukleo- tids durch Verdau mit einer oder mehrerer Exo- oder Endonukleasen erzeugt.
18. Verfahren nach Anspruch 16, dadurch gekennzeichnet, dass zur besseren Detektierbarkeit im Massenspektrometer die erzeugten Fragmente eine einzelne positive oder negative Nettoladung aufweisen.
19. Verfahren gemäß einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass man die Detektion der verlängerten Oligonukleotide mittels Matrix assis- tierter Laser Desorptions/Ionisations Massenspektrometrie (MALDI) oder mittels Elektrospray Massenspektrometrie (ESI) durchführt und visualisiert.
20. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, wobei die Polymerasen hitzebeständige DNA-Polymerasen sind.
21. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, wobei man zusätzlich zur DNA-Methylierung auch SNPs detektiert und visualisiert.
22. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, wobei die eingesetzten Nukleotide terminierende (Typ
C 2) und/oder kettenverlängernde Nukleotide (Typ C 1) sind.
23. Verfahren nach Anspruch 22, wobei man das kettenter- minierende Nukleotid (Typ C 2) aus einer Gruppe auswählt, die entweder die Basen T und C oder aber die Basen G und A umfasst.
24. Verfahren nach Anspruch 22 oder 23, wobei man die kettenverlängernden Nukleotide (Typ C 1) aus einer Gruppe auswählt, die entweder die Nukleobasen A, T und C oder aber die Basen G und A und T umfasst.
25. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, da- durch gekennzeichnet, dass man die Amplifikation von mehreren DNA-Abschnitten in einem Reaktionsgefäß durchführt .
26. Verfahren nach Anspruch 24, dadurch gekennzeichnet, dass das fluoreszenzmarkierte dCTP-Derivat Cy3-dCTP oder Cy5-dCTP ist.
27. Verfahren nach Anspruch 2 oder 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Festphasenoberfläche aus Silizium, Glas, Polystyrol, Aluminium, Stahl, Eisen, Kupfer, Nickel, Silber oder Gold besteht.
28. Verfahren nach Anspruch 1, wobei man die genomische DNA aus einer DNA-Probe erhält, wobei Quellen für DNA z. B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn- Rückenmarks-Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, histologische Objektträger und alle möglichen Kombinationen hiervon umfaßt.
29. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dass man Methylierungsanalysen des oberen und unteren DNA-Stranges gleichzeitig durchführt.
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